TALEN与CRISPR技术有哪些相同点？

CRISPR/Cas9基因编辑的原理是利用gRNA特异性识别靶序列，引导Cas9核酸内切酶对靶序列的PAM上游进行切割，造成靶位点DNA双链断裂，再利用生物体自身的DNA损伤修复应答机制，将断裂上下游两端的序列连接，实现目标基因的敲除。

我之前碰到过类似的问题，总结一下就是，基因编辑的原理的确是基因突变，不是基因重组。基因编辑是比较精确的能对生物体基因组特定目标基因进行修饰（改变几个碱基之类的）；转基因技术才是基因重组（将特定的外源目的基因转移到受体生物中）。

首先要从基因组的结构入手，再从基因组的结构是如何影响基因的表达来分析，下来就是基因表达的产物--蛋白了。蛋白具有众多的生理学功能：可以作为结构蛋白，也可以作为酶而催化生化反应等等重要的作用。最后就是代谢产物了，在酶的催化作用下会产生众多的代谢产物。这些代谢产物的水平变化可以反馈，反过来可以影响或者调控基因及蛋白的表达，最终还可以影响代谢产物自身的水平变化。 基因组编辑技术的优点就是可以从基因组水平来改变人类的遗传性状，解决目前困扰人类的疾病等问题。 弊端是目前基因组研究还没有将基因组中许多组件的作用及特性完全阐述清楚，所以基因组的编辑可能会产生一些完全相反的结果或者是一些未知的不理想的结果。 自己发挥一下吧。

第二代基因编辑技术是ZFN,TALEN技术。这两个技术的原理都是通过DNA核酸结合蛋白和核酸内切酶结合在一起建立一个系统。因为这些蛋白可以识别一定的核苷酸序列，通过一定设计形成的系统可以对特定的基因进行基因敲除和基因突变。 第三代基因编辑技术就是最近非常火的CRISPR/Cas9 系统。它的原理就是利用核糖体结构来进行基因编辑。CRISPR/Cas9 系统经过一定的设计可以结合到靶基因上，然后对这个靶基因进行敲除、定点突变或者引入新的外源基因，来进行基因编辑。

ZFNZFN，即锌指核糖核酸酶，由一个 DNA 识别域和一个非特异性核酸内切酶构成。DNA 识别域是由一系列 Cys2-His2锌指蛋白（zinc-fingers）串联组成（一般 3~4 个），每个锌指蛋白识别并结合一个特异的三联体碱基。锌指蛋白源自转录调控因子家族（transcription factor family），在真核生物中从酵母到人类广泛存在，形成alpha-beta-beta二级结构。其中alpha螺旋的16氨基酸残基决定锌指的DNA结合特异性，骨架结构保守。对决定DNA结合特异性的氨基酸引入序列的改变可以获得新的DNA结合特异性。多个锌指蛋白可以串联起来形成一个锌指蛋白组识别一段特异的碱基序列，具有很强的特异性和可塑性，很适合用于设计ZFNs。与锌指蛋白组相连的非特异性核酸内切酶来自FokI的C端的96个氨基酸残基组成的DNA剪切域(Kim et al., 1996)。FokI是来自海床黄杆菌的一种限制性内切酶，只在二聚体状态时才有酶切活性(Kim et al., 1994)，每个FokI单体与一个锌指蛋白组相连构成一个ZFN，识别特定的位点，当两个识别位点相距恰当的距离时（6~8 bp），两个单体ZFN相互作用产生酶切功能。从而达到 DNA 定点剪切的目的。TALENTALENs中文名是转录激活因子样效应物核酸酶，TALENs是一种可靶向修饰特异DNA序列的酶，它借助于TAL效应子一种由植物细菌分泌的天然蛋白来识别特异性DNA碱基对。TAL效应子可被设计识别和结合所有的目的DNA序列。对TAL效应子附加一个核酸酶就生成了TALENs。TAL效应核酸酶可与DNA结合并在特异位点对DNA链进行切割，从而导入新的遗传物质。相对锌指核酸酶(zinc-finger nuclease, ZFN)而言，TALEN能够靶向更长的基因序列，而且也更容易构建。但是直到现在，人们一直都没有一种低成本的而且公开能够获得的方法来快速地产生大量的TALENs。CRISPRCRISPR是生命进化历史上，细菌和病毒进行斗争产生的免疫武器，简单说就是病毒能把自己的基因整合到细菌，利用细菌的细胞工具为自己的基因复制服务，细菌为了将病毒的外来入侵基因清除，进化出CRISPR系统，利用这个系统，细菌可以不动声色地把病毒基因从自己的染色体上切除，这是细菌特有的免疫系统。微生物学家10年前就掌握了细菌拥有多种切除外来病毒基因的免疫功能，其中比较典型的模式是依靠一个复合物，该复合物能在一段RNA指导下，定向寻找目标DNA序列，然后将该序列进行切除。许多细菌免疫复合物都相对复杂，其中科学家掌握了对一种蛋白Cas9的操作技术，并先后对多种目标细胞DNA进行切除。以往研究表明，通过这些介入，CRISPR能使基因组更有效地产生变化或突变，效率比TALEN（转录激活因子类感受器核酸酶）等其他基因编辑技术更高。但最近研究发现，虽然CRISPR有许多优点，在人类癌细胞系列中，它也可能产生大量“误伤目标”，尤其是对不希望改变的基因做修改。三种系统的比较那么，可能会有人疑问了，既然如此，这三种系统的区别和联系又是什么呢？特意从有效性，特异性，载体性及其它四个方面，进行了一个小小的总结。有效性在不同的基因位点基因靶向性的有效性都是不同的，并且这也依赖于每种细胞的转染的效率。因此，只能点对点的比较靶向位点，细胞系和转染方法，这样的比较才有意义。基于我们课题组和其他课题组的ZFN和TALENs的靶向效率的实验，我们在细胞系水平上进行了比较，虽然他们可能与不同的突变特征有关。Chen的课题组的最近的研究进行了大规模的体外分析，发现TALENs在使用与上下游相关的序列的时候比ZFNs显著的具有更多的突变产生。另一个组比较了TALENs和CRISPRs在人类ESCs细胞中的情况，观察到，通过用CRISPR更换掉TALENs，在其他方面条件相同的情况下，通过产生更多的基因突变的克隆，本质上提高了效率。最近，功能上重新编码的TALENs（reTALENs）已经得到了发展，并且在人类的iPSCs细胞中的基因编辑的有效性相比较于CRISPR得到了提高。但是这个研究发现，CRISPR比reTALENs能够实现7-8倍的同源重组效率，并且其一定程度的比HE更有效率，挡雨ODN捐赠者进行比较。特异性ZFN和TALENs都是作为二聚体发挥作用的，其特异性是由DNA绑定的区域决定的，这个区域在每个剪切位点最多可以识别36bp。然而，在在II型CRISPR系统中的Cas9是由一种RNA引导的核酸，它的特异性是由PAM和PAM上游的20个引导核苷酸决定的。这表明，3"12个碱基的“种子序列”是最关键的，而剩下的8个碱基（非种子序列）甚至PAM序列都是可以错配的。ZFN的特异性由一种不带偏见的全基因组分析进行，并且发现存在频率低，但是可以检测到的脱靶事件的发生，其可以定义为一个高度有限的一部分。已经有研究表明，TALENs有比ZFN更低的细胞毒性和脱靶效率。基于这个研究，TALENs诱导的CCR5特异性突变在CCR5的对偶基因上发生率是17%，而在高度同源的CCR2位点上只有1%。相反，CCR5特异性的ZFN的活性在这两个位点是相在当的，CCR5位点的突变频率是14%，而CCR2的是12%。几个研究也报告了，CRISPR/Cas系统在细胞毒性评价或者DSB诱导的检测（即，H2AX免疫染色）中都没有明显的脱靶现象。然而，最近的研究发现，CRISPR诱导的靶向不同的人类细胞的基因出现了显著的脱靶现象。例如，靶向CCR5的CRSIPR/Cas9系统偶到的在CCR2上的脱靶切除的突变率为5-20%，这是非常接近之前讨论的CCR5靶向的ZFN诱导的突变率。三个其他的小组利用更系统的方法在人类细胞中评估了CRISPR的脱靶活性，其结果表明CRISPR可能能够发生目标不匹配，从而在预测的脱靶位点上引入微缺失或者插入（插入缺失）。此外，靶向位点的定位和内涵能够显著的影响gRNA识别他们的靶向目标，而在基因组序列中的“脱靶序列”也是一样的。已经有报告说，脱靶效应能够通过小心的控制Cas9的mRNA的浓度来克服。此外，在基因编辑的时候使用配对的Cas9的切口酶已经表明能够显著的减少至少1500倍的脱靶活性。病毒为基础的传递ZFN基因可以通过慢病毒和腺病毒进行传递。当前，ZFNs导入体细胞是通过共转染两个慢病毒载体，每个载体编码一个功能性异源二聚体对的一个单体。相反，腺病毒，但不是基于HIV的慢病毒，载体使用与TALEN的基因的传递，因为TALENs的大尺寸和TALE重复序列的种应用。Cas9也是一个较大的基因，并且其酶促死的版本也可以通过慢病毒进行传递，虽然也盛行的Cas9的稳定的表达对于细胞的毒性依然是不清楚的。其他方面ZFNs和TALENs都能够在切割时产生粘性末端，因此可以使用标签绑定，如果具有互补突出部分的双链寡聚核苷酸（dsODN）是可以进行预测的。ZFNs和TALENs都可以在捐赠的质粒的基因组中引入同一个核酸靶向位点来实现。ZFNs和TALENs通过采取同源二聚体的方式从而获得优势，绑定门通过设计实现了重组（Ob-LiGaRe）。这种方法在使用的质粒中倒置了两半的核酸酶的结合位点，这是在没有改变接头区的方向实现的，因此通过相同的ZFN/TALEN碱基对能够阻止连接产物的消化。因为CRISPR产生了一个非粘性末端，直接连接会遇到挑战。最近的文章表明，具有Cas9n的gRNAs的碱基对能够诱导具有徒步部分的DSBs，并且促进dsODN的高效率的NHEJ介导的插入。虽然至今还没有出版，但是进入的转基因大小的DNA能够通过引入在目标质粒的CRISPR/Cas9靶向位点的具有CRISPR/Cas的基因组使用。CRISPR/Cas系统相比较于ZFNs和TALENs具有几个优势，例如易于构建，花费低，并且产物具有可扩展性，并且能够用于多个靶向基因组位点。

排放冷却是对流冷却的另一种。与再生冷却不同，用于排放冷却的冷却剂对推力室冷却吸热后不进入燃烧室参与燃烧，而是排放出去。直接排放冷却剂会降低推力室比冲，因此需要尽可能减少用于排放冷却的冷却剂流量，同时只在受热相对不严重的喷管出口段采用排放冷却。还有一种是辐射冷却，其热流由燃烧产物传给推力室，再由推力室室壁想周围空间辐射散热。辐射冷却的特点是简单、结构质量小。主要应用于大喷管的延伸段和采用耐高温材料的小推力发动机推力室。在组织推力室内冷却时，是通过在推力室内壁表面建立温度相对较低的液体或气体保护层，以减少传给推力室室壁的热流，降低壁面温度，实现冷却。内冷却主要分为头部组织的内冷却（屏蔽冷却）、膜冷却和发汗冷却三种方法。推力室采用内冷却措施后，由于需要降低保护层的温度，所以燃烧室壁面附近的混合比不同于中心区域的最佳混合比（多数情况下采用富燃料的近壁层），造成混合比沿燃烧室横截面分布不均匀，使燃烧效率有一定程度的降低。膜冷却与屏蔽冷却类似，是通过在内壁面附近建立均匀、稳定的冷却液膜或气膜保护层，对推力室内壁进行冷却，只是用于建立保护层的冷却剂不是喷注器喷入的，而是通过专门的冷却带供入。冷却带一般布置在燃烧室或喷管收敛段的一个横截面上。沿燃烧室长度方向上可以有若干条冷却带。为提高膜的稳定性，冷却剂常常经各冷却带上的缝隙或小孔流入采用发汗冷却时，推力室内壁或部分内壁由多孔材料制成，其孔径为数十微米。多孔材料通常用金属粉末烧结而成，或用金属网压制而成。此情况下，尽可能使材料中的微孔分布均匀，是单位面积上的孔数增多。液体冷却剂渗入内壁，建立起保护膜，使传给壁的热流密度下降。当用于发汗冷却的液体冷却剂流量高于某一临界值，在推力室内壁附近形成的是液膜。当冷却剂流量低于临界值流量时，内壁温度会高于当前压力下的冷却剂沸点，部分或全部冷却剂蒸发，形成气膜。除了以上热防护外，还有其他热防护方法如：烧蚀冷却、隔热冷却、热熔式冷却以及室壁的复合防护等。3 高焓气体发生器热防护方案综合上述方法结合实际情况，便得到高焓气体发生器的热防护方法。高焓气体发生器的燃烧室与液体火箭发动机的不同，省去前面的推力室部分，使得其结构更简单而有效。那么，所涉及到的热防护即为对燃烧室室壁的热防护部分。由于燃料进入燃烧室内迅速分解并放出大量

是不是可以通俗理解为，把人类基因提纯，剔除瑕疵缺陷的基因，保证以后的人类可以免除一些遗传基因造成的病痛与苦恼。毕竟，如今有很多遗传病太让人头疼恐慌了。 就像袁隆平的水稻育种，特定地方特定种子，如今不是盐碱地也能播种水稻了。

1. 位点特异性基因重组系统 Cre-lox 重组系统和FLP-FRT 重组系统都是位点特异性基因重组技术。Cre-lox 系统来源于大肠杆菌（Escherichia coli）P1 噬菌体，可以促使噬菌体DNA插入到细菌基因组中。Cre 为重组酶，可以识别长度为34 bp 具有方向性的loxP 位点。同一DNA分子上同向的两个loxP 位点发生重组，可以删除两个loxP 位点之间的DNA 片段；同一DNA 分子上反向的两个loxP 位点发生重组，可以使两个loxP 位点之间的DNA 片段发生倒置；具有单个loxP 位点的环状DNA 序列与第二个DNA 分子的loxP 位点发生重组，可以将环状序列插入到第二个DNA 分子的loxP 位点上。loxP 位点在自然界基因组中出现的概率极低，因此在进行基因编辑时，首先要在受体基因组上引入loxP 位点，再诱导Cre 重组酶的表达并催化loxP 位点之间发生重组。在细菌基因编辑中，Cre-lox 重组系统常用作删除选择标记基因、大片段基因的删除和倒置等。Cre 重组酶发挥作用不需要任何辅助因子，Cre-lox 重组系统具有广谱性，理论上可以在任何细胞环境的任何类型DNA 分子上发挥有效作用。Flp-FRT 系统是Cre-lox 系统在真核细胞内的同源系统，与Cre-lox 系统的工作原理极为相似，Flp 为重组酶，识别具有方向性的FRT 位点。 2.同源重组系统 λ-Red 同源重组系统包含3 个来源于λ 噬菌体Red 操纵子的基因，其中λ Gam 蛋白抑制RecBCD酶的活性，以保护外源线性DNA 免受降解。λ Exo是以双链DNA（Double-stranded DNA，dsDNA） 为底物的核酸外切酶，可以催化5"-3" 方向的降解，而产生3"-5" 的线性单链DNA（single-stranded DNA，ssDNA）， 当dsDNA 的一条链被降解后， 产生的ssDNA 将不会被λ Exo 降解。λ Beta 蛋白可以结合在ssDNA 上起到保护作用，引导同源配对促进同源重组的发生。RecE/T 重组系统与λ-Red 同源重组系统作用机制类似，RecE 蛋白发挥与λ Exo 蛋白相似的功能，RecT 蛋白发挥与λ Beta 蛋白相似的功能。RecE/T 系统缺少RecBCD 酶的抑制蛋白。进行基因编辑时，在细菌中引入两端具有与受体基因组DNA同源片段的外源dsDNA 分子，借助于λ-Red 重组系统或RecE/T 重组系统，诱发同源片段中间的外源DNA 序列与基因组序列发生交换，从而可实现基于同源重组的基因编辑。传统的λ-Red 同源重组系统是在细菌中引入dsDNA，Ellis 等在2001 年提出利用70-90 bp 长度的ssDNA 为底物可以简化λ-Red 系统，不需要λExo 介导的产生单链的过程。目前比较接受的机制为退火学说（Strand annealing），即无论是在细菌中引入同源dsDNA 后通过λ Exo 外切酶产生的ssDNA，还是在细菌中直接引入的ssDNA，都会在λ Beta 蛋白保护和介导下以冈崎片段的方式结合到DNA 复制过程中的后随链上，产生一个野生型基因组和一个异源双链的基因组。随后具有异源双链基因组的细菌细胞再经过一次DNA 复制和细胞分裂产生一个野。生型基因组和一个突变型基因组。 3.靶向核酸酶 包含之前提到过的ZFN、TALEN和CRISPR/Cas9系统，这里就不多介绍了。

CRISPR的全称Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats，意为成簇规律间隔短回文重复序列，Cas则是CRISPR-associated (Cas) systems。 CRISPR/Cas 系统是原核生物的免疫系统，这个系统可以识别出外源 DNA，并将它们切断，沉默外源基因的表达，用来抵抗外源遗传物质比如噬菌体病毒和外源质粒的入侵。这与真核生物中RNA干扰（RNAi）的原理是相似的。正是由于这种精确的靶向功能，CRISPR/Cas 系统被开发成一种高效的基因编辑工具。在自然界中，CRISPR/Cas系统拥有多种类别，其中 CRISPR/Cas9 系统是研究最深入，应用最成熟的一种类别。 CRISPR/Cas9 利用一段小 RNA 来识别并剪切 DNA 以降解外来核酸分子。现在使用的 CRISPR/cas 9 系统是由最简单的 type II CRISPR 改造而来，该系统由单链的 guide RNA 和有核酸内切酶活性的 Cas 9 蛋白构成。 u26a0ufe0fnature video视频： CRISPR: 基因编辑原理及应用 基因敲除：sgRNA+Cas9 基因敲入：sgRNA+Cas9+目的基因（HDR模版） 5‘端开始数20个碱基这一段是需要设计的，这一段用来识别目的基因上的靶标，并通过碱基互补配对原理与靶点位置结合。 gRNA再往后数76个碱基，是另一段transactiviting RNA (tracrRNA)。它的序列是一定的，就像转运RNA一样可以形成空间结构，然后就可以和Cas9酶相结合。 这样一条完整的gRNA就可以识别靶点，并且把与它自身结合的Cas9酶带到这个靶点，引导Cas9酶在靶点处对目的基因的双链DNA进行切断，从而达到基因编辑的目的。 目前又很多在线工具可以用于设计sgRNA 不同的导入方式基因标记效率和脱靶效率不同 参考： CRISPR实验究竟怎么做？手把手教给你 CRISPR/Cas9 基因编辑全套操作和解决方案（TAKARA 讲解）

应该是通过改变基因来跟病毒进行对抗，彻底的消灭病毒。

CRISPR-Cas9是继ZFN、TALENs等基因编辑技术推出后的第三代基因编辑技术，短短几年内,CRISPR-Cas9技术风靡全球, 成为现有基因编辑和基因修饰里面效率最高、最简便、成本最低、最容易上手的技术之一，成为当今最主流的基因编辑系统。 一、什么是CRISPR-Cas系统 CRISPR-Cas系统是原核生物的一种天然免疫系统 。某些细菌在遭到病毒入侵后，能够把病毒基因的一小段存储到自身的 DNA 里一个称为 CRISPR 的存储空间。当再次遇到病毒入侵时，细菌能够根据存写的片段识别病毒，将病毒的DNA切断而使之失效。 C RISPR-Cas系统包含CRISPR基因座和Cas基因（CRISPR关联基因）两部分。 1、CRISPR（/"kru026aspu0259r/）是原核生物基因组内的一段重复序列 。CRISPR全称Clustered Regularly Interspersed Short Palindromic Repeats（成簇的规律性间隔的短回文重复序列）。分布在40%的已测序细菌和90%的已测序古细菌当中。 （注：生活在深海的火山口、陆地的热泉以及盐碱湖等极端环境中，有一些独特结构的细菌，称为古细菌） CRISPR基因序列主要由前导序列（leader）、重复序列（repeat）和间隔序列（spacer）构成 。 ①前导序列 ：富含AT碱基，位于CRISPR基因上游， 被认为是CRISPR序列的启动子 。 ②重复序列 ：长度约20–50 bp碱基且包含5–7 bp回文序列，转录产物可以形成发卡结构， 稳定RNA的整体二级结构 。 ③间隔序列 ： 是被细菌俘获的外源DNA序列 。这就相当于细菌免疫系统的“黑名单”，当这些外源遗传物质再次入侵时，CRISPR/Cas系统就会予以精确打击。 2、Cas基因位于CRISPR基因附近或分散于基因组其他地方，该基因编码的蛋白均可与CRISPR序列区域共同发生作用。因此，该基因被命名为CRISPR关联基因（ CRISPR associated，Cas ）。 Cas基因编码的Cas蛋白在防御过程中至关重要，目前已经发现了Cas1-Cas10等多种类型的Cas基因。 依据Cas蛋白在细菌免疫防御过程中参与的角色，目前将CRISPR-Cas系统分为两大类。 第一大类 ：它们切割外源核酸的效应因子为多个Cas蛋白形成的复合物，包括Ⅰ型、Ⅲ型和Ⅳ型。 第二大类 ：它们的作用因子是比较单一的Cas蛋白，比如Ⅱ型的Cas9蛋白和Ⅴ型的Cpf蛋白。 目前，被最为广泛应用的CRISPR系统是II型CRISPR-Cas系统，也就是CRISPR-Cas9系统。 二、CRISPR-Cas9的作用原理 对于CRISPR-Cas9的作用机理可以分为三个阶段来理解。 1、第一阶段：CRISPR 的高度可变的间隔区的获得 （ 俘获外源DNA，登记“黑名单” ） CRISPR 的高度可变的间隔区获得，其实就是指外来入侵的噬菌体或是质粒DNA 的一小段DNA 序列被整合到宿主菌的基因组，整合的位置位于CRRSPR 的5" 端的两个重复序列之间。因此，CRISPR 基因座中的间隔序列从5" 到3" 的排列也记录了外源遗传物质入侵的时间顺序。 新间隔序列的获得可能分为三步： 第1步：Cas1和Cas2编码的蛋白将扫描入侵的DNA，并识别出PAM区域，然后将临近PAM的DNA序列作为候选的原型间隔序列。 第2步：Cas1/2蛋白复合物将原间隔序列从外源DNA中剪切下来，并在其他酶的协助下将原间隔序列插入临近CRISPR序列前导区的下游。 第3步：DNA会进行修复，将打开的双链缺口闭合。这样一来，一段新的间隔序列就被添加到了基因组的CRISPR序列之中。 2、第二阶段：CRIPSR 基因座的表达（包括转录和转录后的成熟加工） CRISPR序列在前导区的调控下转录产生pre-crRNA（ crRNA的前体 ），同时与pre-crRNA序列互补的tracrRNA（ 反式激活crRNA ）也被转录出来。pre-crRNA通过碱基互补配对与tracrRNA形成双链RNA并与Cas9编码的蛋白组装成一个复合体。它将根据入侵者的类型，选取对应的“身份证号码”（ 间隔序列RNA ），并在核糖核酸酶Ⅲ（ RNaseⅢ ）的协助下对这段“身份证”进行剪切，最终形成一段短小的crRNA（ 包含单一种类的间隔序列RNA以及部分重复序列区 ）。 crRNA，Cas9以及tracrRNA组成最终的复合物，为下一步剪切做好准备。 3、第三阶段：CRISPR/Cas 系统活性的发挥（靶向干扰） crRNA，Cas9以及tracrRNA组成最终的复合物就像是一枚制导导弹，可以对入侵者的DNA进行精确的打击。这个复合物将扫描整个外源DNA序列，并识别出与crRNA互补的原间隔序列。这时，复合物将定位到PAM/原间隔序列的区域，DNA双链将被解开，形成R-Loop。crRNA将与互补链杂交，而另一条链则保持游离状态。 随后，Cas9蛋白精确的平端切割位点位于PAM上游3个核苷酸位置，形成平末端产物。Cas9蛋白的HNH结构域负责切割与crRNA互补配对的那一条DNA链，而RuvC结构域负责切割另外一条非互补DNA链。最终在Cas9的作用下DNA双链断裂（DSB），外源DNA的表达被沉默，入侵者被一举歼灭。 三、 CRISPR-Cas9基因编辑技术及应用… tracrRNA-crRNA在被融合为单链向导RNA（sgRNA）时也可以发挥指导Cas9的作用。 CRISPR-Cas9基因编辑技术就是通过人工设计的 sgRNA（guide RNA）来识别目的基因组序列，并引导 Cas9 蛋白酶进行有效切割 DNA 双链，形成双链断裂，损伤后修复会造成基因敲除或敲入等，最终达到对基因组DNA 进行修饰的目的。 CRISPR-Cas9的广泛应用 1、基因敲除（Knock-out） Cas9可以对靶基因组进行剪切，形成DNA的双链断裂。在通常情况下，细胞会采用高效的 非同源末端连接 方式（NHEJ）对断裂的DNA进行修复。但是，在修复过程中通常会发生碱基插入或缺失的错配现象，造成移码突变，（ 移码突变 ：是指DNA分子由于某位点碱基的缺失或插入，引起阅读框架变化，造成下游的一系列密码改变，使原来编码某种肽链的基因变成编码另一种完全不同的肽链序列。）使靶标基因失去功能，从而实现基因敲除。为了提高CRISPR系统的特异性，可将Cas9的一个结构域进行突变，形成只能对DNA单链进行切割造成DNA缺口的Cas9 nickase核酸酶。因此想要形成双链断裂的效果可以设计两条sgRNA序列，分别靶向DNA互补的两条链，这样两条sgRNA特异性的结合靶标序列，即可形成DNA断裂，并在修复过程中通过移码突变实现基因敲除 2、基因敲入（Knock-in） 当DNA双链断裂后，如果有DNA修复模板进入到细胞中，基因组断裂部分会依据修复模板进行 同源重组修复 （HDR），从而实现基因敲入。修复模板由需要导入的目标基因和靶序列上下游的同源性序列（同源臂）组成，同源臂的长度和位置由编辑序列的大小决定。DNA修复模板可以是线性/双链脱氧核苷酸链，也可以是双链DNA质粒。HDR修复模式在细胞中发生率较低，通常小于10%。为了增加基因敲入的成功率，目前有很多科学家致力于提高HDR效率，将编辑的细胞同步至HDR最活跃的细胞分裂时期，促进修复方式以HDR进行；或者利用化学方法抑制基因进行NHEJ，提高HDR的效率 3、基因抑制、基因激活（Repression or Activation） Cas9的特点是能够自主结合和切割目的基因，通过点突变的方式使Cas9的两个结构域RuvC-和HNH-失去活性，形成的dCas9只能在sgRNA的介导下结合靶基因，而不具备剪切DNA的功能。因此，将dCas9结合到基因的转录起始位点，可以阻断转录的开始，从而抑制基因表达；将dCas9结合到基因的启动子区域也可以结合转录抑制/活化物，使下游靶基因转录受到抑制或激活。因此dCas9与Cas9、Cas9 nickase的不同之处在于，dCas9造成的激活或者抑制是可逆的，并不会对基因组DNA造成永久性的改变。 4、多重编辑（Multiplex Editing） 将多个sgRNA质粒转入到细胞中，可同时对多个基因进行编辑，具有基因组功能筛选作用。多重编辑的应用包括：使用双Cas9nickases提高基因敲除的准确率、大范围的基因组缺失及同时编辑不同的基因。通常情况下，一个质粒上可以构建2～7个不同的sgRNA进行多重CRISPR基因编辑。 5、功能基因组筛选 利用CRISPR-Cas9进行基因编辑可以产生大量的基因突变细胞，因此利用这些突变细胞可以确认表型的变化是否是由基因或者遗传因素导致的。基因组筛选的传统方法是shRNA技术，但是shRNA有其局限性：具有很高的脱靶效应以及无法抑制全部基因而形成假阴性的结果。CRISRP-Cas9系统的基因组筛选功能具有高特异性和不可逆性的优势，在基因组筛选中得到了广泛的应用。目前CRISPR的基因组筛选功能应用于筛选对表型有调节作用的相关基因，如对化疗药物或者毒素产生抑制的基因、影响肿瘤迁移的基因以及构建病毒筛选文库对潜在基因进行大范围筛选等。

自2016年5月2日韩春雨作为通讯作者的“基因编辑技术NgAgo”论文发表引起关注、5月底质疑的声音开始出现，韩春雨实验的可重复争议，不仅科学界议论纷纷，在社会层面也引发了相关讨论。那么，基因编辑技术到底是一项怎么样的技术呢？为什么它这样备受瞩目？今天我们就一起去扒一扒基因编辑技术的“真面目”！基因编辑技术到底是个什么鬼？首先我们先介绍一下基因编辑的概念。实际上，“基因编辑”这四个字是比较简化的，严格来说我们应该称它为“基因组定点编辑技术”。这里我们要注意两个关键词，一个是“基因组”，它要在细胞核的基因组里面。另一个是“定点编辑”，因为在细胞核的基因组里面，不同的基因都有不同的位点。如果我们不是说在特定的基因组位点进行编辑的话，实际上和我们现在讨论的这个技术就大相径庭了。因为有很多其他技术可以改变细胞内的DNA组成。比如线粒体基因替代技术。还有一个就是用重组过的特异性病毒引入外源基因，但是它不能够定点，它是随机放到基因组里面的，这和我们今天要讨论的基因编辑技术都是不一样的。基因编辑技术，也就是“基因组定点编辑技术”，这个技术指的是对特定DNA片段的敲除、加入以及定点突变。基因编辑技术的历史实际上，基因编辑技术不是一个新的概念，早在90年代就开始有了。到目前为止，已经经历了三代。第一代基因编辑技术就是同源重组建立动物基因敲除（knock-out），基因敲入（knock-in）的基因突变模型。顾名思义，基因敲除（knock-out）指的是把原有的动物基因组的某些基因通过一定的技术把它从动物基因组里敲除出去；基因敲入（knock-in）则是在动物基因组某个位点上把原本不存在的基因通过一定的技术把它整合进去。基因敲除（knock-out）和基因敲入（knock-in）是通过DNA同源重组技术来完成的。这是一个非常复杂的技术。如果要做成一个成功的动物基因敲除（knock-out），基因敲入（knock-in）的基因突变模型，大概需要花费2到3年的时间，投入的资金也比较多。另外，这个技术一般来说是用于建立遗传疾病研究的动物模型，很难用于临床或者说大面积应用在农业畜牧业方面。第二代基因编辑技术是ZFN,TALEN技术。这两个技术的原理都是通过DNA核酸结合蛋白和核酸内切酶结合在一起建立一个系统。因为这些蛋白可以识别一定的核苷酸序列，通过一定设计形成的系统可以对特定的基因进行基因敲除和基因突变。第三代基因编辑技术就是最近非常火的CRISPR/Cas9 系统。它的原理就是利用核糖体结构来进行基因编辑。CRISPR/Cas9 系统经过一定的设计可以结合到靶基因上，然后对这个靶基因进行敲除、定点突变或者引入新的外源基因，来进行基因编辑。为什么第三代基因编辑技术备受瞩目？确切地说，这三代基因编辑技术到目前为止都存在一定的技术局限性。第一个比较明显的局限性就是脱靶效应。那什么是脱靶效应呢？比如原本设计是对某一个DNA靶点进行基因编辑，但是一直找一直找，却没有找到正确的靶点，实际上却跑到这个点组成相似的位点去了，这就出现了脱靶。第二个我们关注的问题就是编辑效率。任何技术都有一定的编辑效率。第三代基因编辑技术的效率要比第二代基因编辑技术高，这也是我们为什么对这三代基因编辑技术这么感兴趣的原因。还有一个问题就是基因编辑技术对同一基因可能会造成不同的基因突变类型。不同的基因突变类型混合在一起，会让检测工作变得复杂很多。在这点上，第三代基因编辑技术同样表现不俗，要比这二代基因编辑技术好很多。总的来说，为什么第三代基因编辑技术这么受大家的关注？主要得益于它以下几个优点：一是它的设计比较简单；二是它的效率比较高；三是它的价格相对便宜些；四是它的应用范围更广泛些，能针对的靶基因是比较多的。基因编辑技术有什么用?我们研究基因编辑技术，那基因编辑技术到底可以应用在哪些方面呢？主要有以下这几个方面：第一个就是可以形成不同基因型的动物模型，这从第一代基因编辑技术就开始做了。建立不同基因型的动物模型的意义在于，对遗传性疾病，这些基因和疾病之间的关系，这些模型可以给出一个比较确切的答案。这对研究遗传性疾病具有重大意义，这也是为什么大家从第一代开始就密切关注基因编辑技术的发展了。第二个主要是应用在动植物育种。不同的物种的同一个基因上，可能会存在不同的SNP。不同的SNP对正常的生理功能影响是不大的，但是却会影响一定的表型。比如水稻是不是就会更高产一些，动物的瘦肉是不是更多一些等等表型。有了基因编辑技术，在育种的过程中，我们就可以对我们最想要的某一个基因进行单点突出，以实现效益的最大化。目前为止，第三代基因编辑技术效率相比于前两代技术来说是最高的。还有一个就是对遗传疾病的治疗比较有用。目前来说，基因编辑技术主要是用在人源性的细胞上面，临床还没有用到。我们知道，很多遗传疾病都和细胞的突变有关。如果说利用基因编辑技术，我们能够把致病的基因转换成正常的基因的话，那么对家族有遗传病史的人来说，这将是一个福音。但是现在的基因编辑技术离临床治疗还远。要应用到临床上需要考虑很多问题，比如这个系统的毒性怎么样？它进去以后会不会引起什么免疫反应？因为现在基因编辑技术还存在脱靶效应，如何对我们要编辑的基因进行准确地定位是个大问题。这些都是需要研究清楚才能上临床的。（作者：胡昕华，中国科学院神经科学研究所博士。感谢中国科学技术大学化学博士，中国科学技术大学合肥微尺度物质科学国家实验室副研究员，科技与战略风云学会会长袁岚峰的推荐，原创作品，转载请注明出自知识就是力量微信公众号）（图片来自网络）编辑：刘伟琼本文系原创作品，商业合作及转载请联系jiangq@cast.org.cn 投稿请联系 xueyn@cast.org.cn?

生物的一些性状，比如狗毛颜色，狗虹膜颜色，狗耳朵长度，狗腿长度，等。是受基因控制的，改变了基因就能改变这些性状，比如把折耳的猫变成直耳的猫，这就是基因编辑。

随着科技的不断发展，经过不断的努力，实现了在碱基编辑器上直接 DNA 进行化学反应，来精准编辑基因进行自由替换

　　中山大学人类胚胎遗传性致病基因修复实验采取了CRISPR／Cas9基因编辑技术。该技术是近年在锌指核酸酶（ZFN）技术、类转录激活样效应因子核酸酶（TALEN）技术之后出现的新型基因编辑技术，原理来自细菌的适应性免疫防御机制。相比传统的基因打靶技术和其他基因编辑技术，CRISPR／Cas9更为精确、高效和经济。　　科学家发现，细菌在遭遇噬菌体等病毒侵染之后，可以获得其部分DNA（脱氧核糖核酸）片段并整合进基因组形成记忆，当再次遭到入侵时，转录出相应的RNA（核糖核酸），利用其中的“定位信息”引导Cas蛋白复合物定位和切割、彻底地摧毁入侵病毒的DNA。CRISPR／Cas9技术就是利用这一原理，用一种定制的RNA引导Cas，对预设DNA位点进行切割，造成DNA断裂，启动细胞内基因组修复机制，实现基因敲除、特异突变的修复或引入和定点转基因等。

[](javascript:void(0);) | CRISPR/Cas系统是细菌和古菌特有的一种天然防御系统，用于抵抗病毒或外源性质粒的侵害。当外源基因入侵时，该防御系统的 CRISPR 序列会表达与入侵基因组序列相识别的 RNA，然后 CRISPR 相关酶(Cas)在序列识别处切割外源基因组DNA，从而达到防御目的。 根据Cas蛋白的特点，可将CRISPR/Cas系统分为Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ型。Ⅰ型和Ⅲ型系统需要借助复杂的蛋白复合体发挥作用，Ⅱ型系统仅借助 Cas9蛋白和sgRNA即可对靶目标进行编辑，结构简单，操作容易，因此目前主要使用Ⅱ型CRISPR/Cas9 系统。 CRISPR/Cas自诞生以来，迅速发展，已经成为生命科学领域最耀眼、最有前景的技术。尤其是近两年，在全世界科学家的共同努力下，CRISPR/Cas相关新进展新突破不断涌现。 一、基因编辑技术的发展史 基因编辑可以分为三代，第一代：ZFN；第二代：TELEN；第三代：CRISPR/Cas。这三个基因编辑技术都利用了DNA修复机制，所以我们先来了解一下DNA修复机制（ 图1 ）。[图片上传失败...(image-8dab49-1625385468208)] 图1-NHEJ修复（左），HDR修复（右） NHEJ（Non-homologous end joining） 非同源性末端接合 NHEJ修复机制不需要任何模版，修复蛋白直接将双股裂断的DNA末端彼此拉近，在DNA连接酶的帮助下重新接合（ 图1 ）。 HDR（Homology directed repair） 同源重组修复 当细胞核内存在与损伤DNA同源的DNA片段时，HDR才能发生。 NHEJ的机制简单又不依靠模版，因而NHEJ的活性相对于HDR高出许多。但NHEJ修复出错的概率较高，容易造成移码突变等，基因编辑正是利用了这一点（ 图1 ）。 1.ZFN的识别切割机制 融合锌指模块和FokI切割结构域形成ZFN ；以二聚体的形式靶向切割每个锌指结构；特异识别3个碱基 ；组装多个锌指结构(识别12-18bp)形成的ZFN对可特异切割基因组靶点 （ 图2 ）。 [图片上传失败...(image-3f1d8d-1625385468209)] 图2-ZFN基因编辑原理图 2.TALEN的识别切割机制 两个TALE靶向识别靶点两侧的序列；每个TALE融合一个FokI内切酶结构域；FokI通过TALE靶向形成二聚体切割靶点；设计灵活识别特异性强（ 图3 ）。 [图片上传失败...(image-6dcfc-1625385468209)] 图3-TELEN基因编辑原理图 3.CRISPR/Cas9的识别切割机制 crRNA通过碱基配对与 tracrRNA结合形成 tracrRNA/crRNA 复合物，此复合物引导核酸酶 Cas9 蛋白在与 crRNA 配对的序列靶位点剪切双链 DNA（ 图4 ）。 [图片上传失败...(image-c85235-1625385468209)] 图4-CRISPR/Cas9基因编辑原理图 ZFN、TELEN、CRISPR/Cas9比较 [图片上传失败...(image-dd6344-1625385468209)] 图5-三种基因编辑的比较 二、CRISPR/Cas技术的介绍 CRISPR/Cas9 系统的发现 1987年，在大肠杆菌的基因组中首次发现了一个特殊的重复间隔序列——CRISPR序列，随后，在其他细菌和古菌中也发现了这一特殊序列。 2005年，发现这些CRISPR序列和噬菌体的基因序列匹配度很高，说明CRISPR 可能参与了微生物的免疫防御。 2011年，CRISPR/Cas系统的分子机制被揭示：当病毒首次入侵时，细菌会将外源基因的一段序列整合到自身的CRISPR的间隔区；病毒二次入侵时，CRISPR 转录生成 前体crRNA (pre-crRNA)， pre-crRNA 经过加工形成含有与外源基因匹配序列的crRNA，该crRNA与病毒基因组的同源序列识别后，介导 Cas 蛋白结合并切割，从而保护自身免受入侵。 2013年，发现CRISPR/Cas9系统可高效地编辑基因组。随后张锋等使用CRISPR系统成功的在人类细胞和小鼠细胞中实现了基因编辑。 从此开始，CRISPR/Cas9技术给生命科学领域带来了巨大冲击，CRISPR/Cas9相关研究成果频频登上CNS等顶级期刊，近两年更是成为诺贝尔奖热门候选。 CRISPR/Cas技术的原理 CRISPR/Cas9系统的工作原理是 crRNA（ CRISPR-derived RNA ）通过碱基配对与 tracrRNA（trans-activating RNA ）结合形成 tracrRNA/crRNA 复合物，此复合物引导核酸酶 Cas9 蛋白在与 crRNA 配对的序列靶位点剪切双链 DNA。而通过人工设计 crRNA 和 tracrRNA 这两种 RNA，改造成具有引导作用的sgRNA （single guide RNA ），从而引导 Cas9 对 DNA 的定点切割（图4）。 CRISPR/Cas技术的优势 设计简单，简明的碱基互补设计原则，识别不受基因组甲基化影响，能靶向几乎任意细胞任意序列，方便同时靶向多个靶点，切割效率高。 三、CRISPR/Cas的脱靶效应 PAM**** (Protospacer adjacent motif ) 前间区序列邻近基序 PAM序列区是CRISPR/Cas9系统行使切割功能的基本条件。如果靶序列 3′端没有PAM序列，即使靶序列与sgRNA序列完全匹配，Cas9蛋白也不会切割该序列位点。 PAM序列主要影响CRISPR/Cas9的DNA切割效率。在细胞水平上，NGG介导的切割效率是最高的。 sgR****NA ****(Single guide RNA ) 向导 RNA sgRNA与目标基因组相结合的 20nt 序列区决定着 CRISPR/Cas 系统的靶向特异性。CRISPR/Cas9与靶位点识别的特异性其实主要依赖于sgRNA与靠近PAM区的10~12 bp的碱基配对，而其余远离PAM序列 8~10 bp 碱基的错配对靶位点识别的影响并不明显。目前研究结果均提示，可能靠近 PAM 的 8~14 bp 序列是决定特异性的关键，其他序列也均在不同程度上影响脱靶效应。 CRISPR/Cas9的脱靶效应给研究带来了一定程度上的不确定性，也是限制其发挥更大潜力的主要原因之一。 2017年5月30日， Nature 杂志子刊 Nature Methods 刊登了美国哥伦比亚大学研究人员的一篇文章，研究人员通过CRISPR/Cas9成功修复了导致小鼠失明的基因后，对小鼠进行全基因测序，发现修复后的小鼠基因组有超过1500个单核苷酸突变，以及超过100个位点发生大片段插入或缺失（ 图6 ）。文章的结论无疑引发了巨大震动，也给正在进行中的CRISPR/Cas9带来了不确定性。 [图片上传失败...(image-f21b76-1625385468208)] 图6--动物体内实验中CRISPR/Cas9编辑后发生意想不到的突变 仔细分析后，发现该文章并不十分严谨，文章仅有两只小鼠作为实验组，一只作为对照组，数量不足以证明结论是否只是个例。而且单碱基突变是生物体内自然现象，不能全归于CRISPR/Cas9。整个实验只基于一个sgRNA数据，且该sgRNA特异性评分很低，造成脱靶效应也应该在预料之中（ 图7 ）。 [图片上传失败...(image-751d94-1625385468208)] 图7--针对 Nature Methods 文章的回应 经过一系列的研究和改进，目前CRISPR系统的脱靶性已经很低，当然，要想达到理想的状态，还有很长的路要走。 四、CRISPR/Cas技术的进展 2016年6月，张锋在 Science 发表文章，发现CRISPR/Cas13a能有切割细菌的特定RNA序列。 2016年9月，Jennifer Doudna在 Nature 发表文章，证实CRISPR/Cas13a可以用于RNA检测。 2017年2月22日，美国纪念斯隆.凯特林癌症中心（MSK）研究人员在 Nature 杂志发文，使用腺相关病毒（AAV）介导，将CRISPR/Cas9基因编辑技术应用于CAR-T疗法。该研究既解决了传统CAR-T疗法的随机整合可能存在的潜在危害，又大大降低了CAR-T细胞发生分化或癌化的风险，赋予了CAR-T技术全新的高效性、稳定性、安全性。 2017年8月2日，Shoukhrat Mitalipov在 Nature 发表长文，使用CRISPR/Cas9技术修正了植入子宫前的人类胚胎中一种和遗传性心脏病有关的变异。该研究证实了通过编辑人类胚胎进行治疗遗传病是安全可行的。值得一提的是，该成果受到了基因编辑领域大牛George Church等人的质疑。 2017年8月11日，杨璐菡等在 Science 发表文章，通过CRISPR/Cas9技术敲除猪基因组中的内源逆转录病毒（PERV）序列，并克隆出多只PERV失活小猪。向最终实现使用猪器官进行人体器官移植的终极目标迈进了一大步。 2017年9月，杂交水稻之父”袁隆平院士宣布使用CRISPR/Cas9技术敲除与镉吸收和积累相关基因的水稻育种成功。该研究从根本上解决了水稻镉污染的问题，将扭转我国部分农作物重金属超标的问题，进而改善部分人群重金属慢性中毒的问题。 2017年10月4日，张锋在 Nature 发表论文证实CRISPR/Cas13a能够在哺乳动物细胞中编辑特定的RNA。CRISPR/Cas13a能够达到RNAi相似的降低基因表达的效率，而且有更强的特异性，且对细胞内天然的转录后调控网络的影响更小。 2017年10月19日，Jennifer Doudna在 Nature 发表文章，设计了高精确性的Cas9变体—HypaCas9。该研究极大地降低了Cas9的脱靶效应，且不降低靶向切割效率。 2017年10月25日，张锋在 Science 发表文章介绍CRISPR新系统--REPAIR，可以高效的进行RNA的单碱基修复。因为不改变DNA序列，所以为通过基因编辑治疗遗传病而又不永久影响基因组提供了新可能。 2017年10月25日，哈佛大学Broad研究所的David Liu实验室在 Nature 发表长文，报道了新型腺嘌呤基因编辑器——ecTadA-dCas9，可以将A·T碱基对转换成G·C碱基对，该技术首次实现了不依赖DNA断裂即可进行基因编辑的技术，即单碱基基因编辑技术。该技术高于其它基因组编辑方法的效率，且几乎没有随机插入、删除或其它突变等不良副作用，因此为今后大范围治疗点突变遗传疾病提供了极大的便利。 五****、展望 近几年CRISPR/Cas基因编辑技术飞速发展，推广应用到了生物、医学、农业以及环境等多个领域，造就了一批批科研奇迹，尤其是在遗传病的治疗、疾病相关基因的筛查与检测、肿瘤治疗以及动植物的改造、病原微生物防治等领域有着巨大的潜力，也将深远地影响整个世界。 特别感谢：BioArt主编给予的帮助和意见以及吉满生物吴晨提供图1-图5的图片。 | | |

NgAgo-gDNA技术是以DNA作为引导工具的基因编辑技术。NgAgo-gDNA技术的工作原理与CRISPR-Cas9技术有些类似，都是在引导工具的引导下，令核酸酶对特定位点的基因序列进行切割，从而进行基因编辑。不同的是NgAgo-gDNA技术中所用到的引导工具是一段引导DNA（gDNA）而不是CRISPR-Cas9技术中的RNA。由于也不需要通过蛋白（如锌指蛋白）来寻找需要替换的序列，因此，NgAgo-gDNA技术与CRISPR-Cas9技术一样，较之前的基因编辑技术，在操作上要简单方便得多，利于其在应用中的推广。NgAgo-gDNA技术所用的核酸酶是NgAgo，一种存在于格氏嗜盐碱杆菌(Natronobacteriumgregoryi)中的Ago内切核酸酶蛋白。Ago核酸酶最初是由荷兰科学家发现其可以有效地利用单链DNA作为短介质，去相对精准地切割基因组靶点。而最初的研究的局限性在于实验所需要的温度在65-75摄氏度，不能在生理条件下完成。而通过韩春雨教授团队的不断搜寻，最终他们发现来自于格氏嗜盐碱杆菌的Ago同源蛋白可以在生理条件下实现类似的功能。NgAgo-gDNA技术可能比CRISPR-Cas9技术拥有更多优势，与CRISPR-Cas9技术相比，NgAgo-gDNA技术可编辑的靶位点的选择范围更大。因为Cas9需要与基因组上19个碱基配对，并要求在这组碱基后紧邻一个特定的三碱基序列（PAM序列），一定程度上限制了靶位点的选择范围，而NgAgo-gDNA技术中靶位点的选择则不受PAM序列的限制，编辑对象所受限制更小，几乎能编辑基因组内任何位置。另外，与NgAgo结合的gDNA长度为24个碱基，这比与Cas9结合的19个碱基的gRNA要长5个碱基，理论上其精确性要提高1024（4的5次方）倍。并且韩春雨团队的研究还发现，与CRISPR-Cas9相比，NgAgo–gDNA系统对向导序列-靶序列错配容忍度很低。编辑精准度更高，能更有效地避免脱靶现象。

可以。基因基因基因编辑技术指能够让人类对目标基因进行“编辑”，实现对特定DNA片段的敲除、加入等。而CRISPR/Cas9技术自问世以来，就有着其它基因编辑技术无可比拟的优势，技术不断改进后，更被认为能够在活细胞中最有效、最便捷地“编辑”任何基因。2015年10月，中国科学家利用基因编辑技术CRISPR/Cas9，对抑制狗骨骼肌生长的基因（MSTN）进行了敲除，培育出两只肌肉发达的“大力神”狗，成功构建了世界首个基因敲除狗模型。

基因编辑技术，基因编辑。基因编辑（gene editing），又称基因组编辑（genome editing）或基因组工程（genome engineering），是一种新兴的比较精确的能对生物体基因组特定目标基因进行修饰的一种基因工程技术。

Crispr/cas9是种基因工具，在基因工程里修改调节基因etc.这个系统有两部分，guide RNA 用来和目标基因匹配（定位），Cas酶消化目标序列（两条链一起切）。

“基因敲除狗”，“基因敲除猪”，CRISPR/Cas9到底是怎样一个技术技术近日，中国科学家利用基因编辑技术——CRISPR/Cas9，对抑制狗骨骼肌生长的基因（MSTN）进行了敲除，培育出两只肌肉发达的“大力神”狗，成功构建了世界首个基因敲除狗模型。科研人员所使用的“基因编辑技术”，顾名思义，能够让人类对目标基因进行“编辑”，实现对特定DNA片段的敲除、加入等。而CRISPR/Cas9技术自问世以来，就有着其它基因编辑技术无可比拟的优势，技术不断改进后，更被认为能够在活细胞中最有效、最便捷地“编辑”任何基因。一、与诺奖“擦肩而过”的CRISPR/Cas9技术这不是CRISPR/Cas9这项明星技术第一次得到人们的关注。在此之前，有着“豪华版”诺奖之称的“2015年度生命科学突破奖”颁发给了发现基因组编辑工具“CRISPR/Cas9”的两位美女科学家——珍妮弗？杜德娜和艾曼纽？夏邦杰。二人更是获得了2015年度化学领域的引文桂冠奖——素有诺奖“风向标”之称，曾被认为是今年诺贝尔化学奖的最有力竞争者。那CRISPR/Cas9到底是一项什么技术，为何能够获得如此这般青睐，又何以在短短两三年时间内，发展成为生物学领域最炙手可热的研究工具之一，并有近700篇相关论文发表？它将来又会如何影响到我们的生活？CRISPR/Cas9是继“锌指核酸内切酶（ZFN）”、“类转录激活因子效应物核酸酶（TALEN）”之后出现的第三代“基因组定点编辑技术”。与前两代技术相比，其成本低、制作简便、快捷高效的优点，让它迅速风靡于世界各地的实验室，成为科研、医疗等领域的有效工具。二、CRISPR/Cas系统的灵感来源CRISPR/Cas9技术的灵感来源于细菌的一种获得性免疫系统。与哺乳动物的二次免疫应答类似，细菌在抵抗病毒或外源质粒入侵时，会产生相应的“记忆”，来抵抗该种外源遗传物质的再次入侵，而这种获得性免疫正是由细菌的CRISPR/Cas系统实现的。在细菌的基因组上，存在着串联间隔排列的“重复序列”，这些重复序列相对保守，我们称之为CRISPR序列（Clustered Regularly Interspersed Short Palindromic Repeats—成簇的规律间隔的短回文重复序列）。1、“记录”入侵者档案其中的“间隔序列”来源于病毒或外源质粒的一小段DNA，是细菌对这些外来入侵者的“记录”。（如图A所示）。图1 CRISPR序列示意图其中，菱形框表示高度可变的间隔序列，正方形表示相对保守的重复序列病毒或外源质粒上，存在“原间隔序列”，“间隔序列”正是与它们互相对应。“原间隔序列”的选取并不是随机的，这些原间隔序列的两端向外延伸的几个碱基往往都很保守，我们称为PAM（Protospacer adjacent motifs-原间隔序列临近基序）。当病毒或外源质粒DNA首次入侵到细菌体内时，细菌会对外源DNA潜在的PAM序列进行扫描识别，将临近PAM的序列作为候选的“原间隔序列”，将其整合到细菌基因组上CRISPR序列中的两个“重复序列”之间。这就是“间隔序列”产生的过程。2、打击二次入侵者当外源质粒或病毒再次入侵宿主菌时，会诱导CRISPR序列的表达。同时，在CRISPR序列附近还有一组保守的蛋白编码基因，称为Cas基因。CRISPR序列的转录产物CRISPR RNA和Cas基因的表达产物等一起合作，通过对PAM序列的识别，以及“间隔序列”与外源DNA的碱基互补配对，来找到外源DNA上的靶序列，并对其切割，降解外源DNA。这也就实现了对病毒或外源质粒再次入侵的免疫应答。正是基于细菌的这种后天免疫防御机制，CRISPR/Cas9技术应运而生，从而使科学家们利用RNA引导Cas9核酸酶实现对多种细胞基因组的特定位点进行修饰。三、CRISPR/Cas9技术的实现需要什么？在CRISPR/Cas9技术中，我们把即将被编辑的细胞基因组DNA看作病毒或外源DNA。基因编辑的实现只需要两个工具——向导RNA（guide RNA， gRNA）和Cas9蛋白。其中，向导RNA的设计并不是随机的，待编辑的区域附近需要存在相对保守的PAM序列（即三碱基序列NGG，其中N可以是任意碱基），而且向导RNA要与PAM上游的序列碱基互补配对。以基因敲除为例，如图3所示，在待敲除基因的上下游各设计一条向导RNA（向导RNA1，向导RNA2），将其与含有Cas9蛋白编码基因的质粒一同转入细胞中，向导RNA通过碱基互补配对可以靶向PAM附近的目标序列，Cas9蛋白会使该基因上下游的DNA双链断裂。对于DNA双链的断裂这一生物事件，生物体自身存在着DNA损伤修复的应答机制，会将断裂上下游

基因编辑是什么？基因编辑和转基因一样吗？基因编辑似乎笼罩着神圣的光环.对于很多医生来说，消除不良的DNA变异是他们的梦想.但是除此之外，基因编辑还有很多不同的用途，比如引入我们想要的变异，建立动物疾病模型，培育出具有优良性状的作物等.目前投入实用的各种基因工程方法不仅使用困难，而且效率低下，特别是在哺乳动物细胞的编辑中.这使科学家们探索可以设计的基因编辑技术，其中最有发展前景的是CRISPR-Cas9系统.Cas9是一种内切酶，可以切割DNA双螺旋结构的两条链.一些内切酶会随机切割DNA长度的任何位置.事实上，基因科学家担心的的问题之一是核酸酶污染，污染DNA样品.其他内切酶会找到一个特定的DNA序列，然后剪掉它的位置.但是，同样的序列在基因组中多次出现，因此不能用限制性内切酶切断特定的位置.不同于限制性内切酶，细菌性Cas9可以切割特定的位置，切割的DNA序列是指定的.Cas9与CRISPR系统相关联，后者使用小片段RNA将Cas9引导到目标点.在自然界，这个小片段RNA通常用于抵抗病毒(食菌体)的序列.Cas9寻找病毒序列，然后剪掉它，所以CRISPR系统是细菌抗病毒机制的一部分.但是，这种引导Cas9的小片段RNA可以用研究者选定的序列代替.CRISPR系统的优点之一是可以提供多个导向分子，意味着可以导向系统剪切多个位置.CRISPR系统可以确定需要剪切的DNA序列，但脱目标编辑仍然发生，科学家们正在寻找解决这个问题的方法.激活CRISPR系统的机制有很多种，经过多年的研究，CRISPR-Cas9机制在探索可设计的基因编辑技术方面最具发展前景.到2013年，研究人员成功改造了两种细菌的CRISPR系统，可用于编辑哺乳动物细胞的基因.其中两种细菌包括制作酸奶的细菌.以上讨论了CRISPR系统如何剪切想剪切的位置.然后呢？如果我们将基因编辑简单地理解为在DNA序列中删除错误或插入我们想要的，那么如何将正确的或你想要的插入基因组呢？

该方法利用了利用CRISPR基因编辑技术,只需采取人的体液样本,添加到检测试剂中,等待5分钟~1个小时,再用激光照射,判断是否有荧光,有则为感染.

通过这样的模式可以对癌症的基因进行修改，也可以对癌症的基因进行编辑，这样就可以有效的治疗癌症，是一个非常有用的治疗措施。

在日本九州大学的林克彦教授的团队中，科学家们首次实现了将雄性老鼠体细胞变成卵细胞的壮举。这一突破性的研究成果是在英国伦敦召开的第三届人类基因组编辑国际峰会上公布的。据介绍，科学家们通过将男性XY性染色体转化为女性XX性染色体，使得雄性老鼠也能够产下后代。这项研究成果是利用了干细胞技术和基因编辑技术，成功将雄性老鼠的体细胞转化为卵细胞，并且培育出了有活力的卵子。两只雄性老鼠通过人工授精后，成功地“产”下了后代。这些小老鼠看起来健康，会有一个正常的寿命，并在成年后得以继续生育后代。这一研究不仅可以为动物世界的繁殖提供新的思路，而且还有可能为人类不孕不育问题带来新的解决方案。对于许多不孕不育的夫妇来说，这项科技可能成为他们实现生育梦想的希望，也就意味着男性也有可能会有生育后代的机会。然而，尽管这项研究成果具有重要意义，但也存在一些潜在的风险和争议。前往实验室中的动物种群数量增加、遗传缺陷等问题都需要考虑到。此外，还需要进一步验证这个技术的可行性和安全性，才能够将其应用到人类繁殖领域中。值得一提的是，这项研究成果也引发了社会各界的广泛关注和讨论。有人认为，这项技术让男性也有了生育后代的机会，而有人则对这种技术的道德性进行了质疑。无论如何，我们必须认真思考科技发展所带来的利弊，谨慎地应用它，让科技为人类服务，而不是给人类带来负面影响。总之，这项研究成果是科学技术发展的一次重要突破，为动物繁殖和人类生育领域带来了新的思路和希望。但同时，也需要更加深入的研究和探索，以确保这项技术的安全性和可行性。我们人类也是动物，但我们跟其他动物不同的是：我们拥有自主性和创造性，能够独立去思考，去进行一些对生存和繁衍没有帮助的“无用举动”。而其他动物的所有行为几乎都是为了生存和繁衍后代。但可悲的是，如此特别的我们中的一些人却还是将怀孕产子当成是女性必须做的，当成是她们的义务。女性应该得有权利去选择要不要生育，虽然我知道自主选择是理所当然的，但总会有人去叨叨她们的选择，甚至想替她们做选择。现在很多年轻人都不想要有孩子，根源不是因为意识的觉醒，而是因为我们真的都自身难保了。拜托请先解决我们的生存问题，再来让我们“繁衍”。一开始就讲了很沉重的话题，还是赶紧进入正题吧。今天要讲的这个研究没准真的能改变一些现状。插一段前言提前说一个点，防止大家说我标题党：科学家是通过雄性细胞培养产生卵子，培育出具有两个亲生父亲的小鼠，但培养出来的卵子还是需要雌性生出来。但是别着急！人造子宫技术其实已经很有进展了，因此“男人生孩子”的事情不但完全可能发生，甚至不会太遥远了。到时候不但女性的自主选择权得到了捍卫；男男情侣也可以共同养育完全来自两人的后代；也可以用来治疗严重的不孕症，这样的未来真的太美好了。科学家首次让2只雄性老鼠产仔该实验的主要领导者是国际知名卵子和精子领域的先驱，来自日本九州大学的林克彦教授。他开展这项研究的初衷是为了解决严重的不孕症，比如特纳综合征。得了这种病的女性其中一条X染色体的拷贝缺失或部分缺失，可以说是常规手段根本不可能治好，因此只能更深入到细胞层面。想要将携带雄性XY染色体组合的皮肤细胞转化为雌性XX版本的卵子，具体要怎么做呢？首先是将雄性的皮肤细胞重新编程为干细胞样状态，目的是为了产生所谓的诱导多能干细胞 (iPS)，然后将这些细胞里的Y染色体丢掉，然后从另一个干细胞里提取X染色体代替，这样就会产生拥有两条X染色体的细胞。听起来很简单，但科学家们是通过一系列精心设计的步骤（包括基因工程），才能培育出的。

通俗的讲，基因编辑就像是对语句的词汇删减、更改次序等，而转基因则相当于对语句的增加。前者不引入外来基因，而是对组成基因的碱基的微调，后者则是通过引入原本不具有的基因亦或者加强或减弱原来具有的基因从而增加亦或增强或减弱某种功能。

人类可以改变自己的基因，这就是基因编辑技术，在CRISPR帮助下，可以通过破坏特定的基因，并观察结果，以加深对不同基因的理解。基因编辑技术作为一种工具，在基础研究方面作用很大。它的应用范围非常广，意义是极其深远的。可以通过抑制基因的表达，做成遗传筛选的平台，探索基因及其表达的蛋白在特定生理、病理、发育等过程中所起的作用。扩展资料：基因编辑技术让彻底治疗某些疾病成为可能，比如定向识别艾滋病毒DNA，将其剪切掉。基因编辑技术与以往任何的医疗技术手段都不同，是一种可以在基因组水平上对DNA序列进行改造，从而改变遗传性状的操作技术。基因编辑的应用和普及使得基因水平的遗传缺陷修复，从而使彻底治愈白血病、艾滋病等恶性疾病成为可能。但同时，基因调控机制极为复杂，并不是简单的“一加一等于二”。一方面，一些病症往往受大量基因的调控，找到特定基因位点的难度不亚于给一本数百万页的大部头的书“挑错”；另一方面，由于功能单一的基因很少，删除或增加基因片段，则有可能会“按下葫芦起了瓢”，反而增加新的疾病隐患。参考资料来源：人民健康网——基因编辑将带来什么

第一，基因编辑技术比转基因技术更加精准。转基因技术转入基因带有盲目性，整个位点带有随机性。而基因编辑技术能精准编辑。第二，转基因是在生物体内引入外源的，生物体本身不存在的DNA片段。且可能引入其他非必须片段。转基因存在争论。而基因编辑技术针对该生物本身的基因组进行编辑，通常包括基因敲除，基因中单或多碱基的增删改。理论上不存在外源基因的引入，因而不会存在转基因风险。

CRISPR （Clustered Regularly Interspersed Short Palindromic Repeats）是细菌用来抵御病毒侵袭/躲避哺乳动物免疫反应的基因系统。科学家们利用RNA引导Cas9核酸酶可在多种细胞（包括iPS）的特定的基因组位点上进行切割，修饰。 Rudolf Jaenisch 研究组将Cas9与Te1和Tet2特异的sgRNA共注射到小鼠的受精卵中，成功得到双基因敲除的纯合子小鼠，效率高达80%。 他们将Cas9/sgRNA 与带突变序列的引物共注射，能准确在小鼠两个基因引入所要的点突变。在ES细胞中他们更是成功的一次敲除了五个基因。与ZFN/TALEN相比，CRISPR/Cas更易于操作，效率更高，更容易得到纯合子突变体，而且可以在不同的位点同时引入多个突变。但该系统是否有脱靶效应尚需进一步的研究。 传统的转基因和基因打靶技术，由于技术稳定成熟，可以对小鼠和大鼠的基因组序列进行各种修饰，仍将是模式动物的构建的主要技术。 核酸酶ZFN/TALEN 尤其是CRISPR/Cas技术如果能解决脱靶效应的话，有可能会广泛应用于小鼠，大鼠及其他模式动物的制备和研究中，成为传统的转基因和基因打靶技术的重要补充。

crispr cas9技术原理如下：CRISPR/Cas系统是一种原核生物的免疫系统,用来抵抗外源遗传物质的入侵,比如噬菌体病毒和外源质粒。同时,它为细菌提供了获得性免疫:这与哺乳动物的二次免疫类似,当细菌遭受病毒或者外源质粒入侵时,会产生相应的“记忆”,从而可以抵抗它们的再次入侵。CRISPR/Cas系统可以识别出外源DNA,并将它们切断,沉默外源基因的表达。这与真核生物中RNA干扰(RNAi)的原理是相似的。CRISPR-Cas9，一种基因治疗法，这种方法能够通过DNA剪接技术治疗多种疾病。2017年3月，英国《自然·通讯》杂志发表一项遗传学重要研究成果，利用CRISPR-Cas9系统可拯救失明小鼠。CRISPR-Cas9是细菌和古细菌在长期演化过程中形成的一种适应性免疫防御，可用来对抗入侵的病毒及外源DNA。而CRISPR-Cas9基因编辑技术，则是对靶向基因进行特定DNA修饰的技术，这项技术也是用于基因编辑中前沿的方法。以CRISPR-Cas9基础的基因编辑技术在一系列基因治疗的应用领域都展现出极大的应用前景，例如血液病、肿瘤和其他遗传疾病。该技术成果已应用于人类细胞、斑马鱼、小鼠以及细菌的基因组精确修饰。专利授权：2014年4月15日，获得了美国专利与商标局关于CRISPR的第一个专利授权。专利权限包括在真核细胞或者任何细胞有细胞核的物种中使用CRISPR。这意味着拥有在除细菌之外的所有生物，包括老鼠、猪和人身上使用CRISPR的权力。

基因编辑是一种什么技术 跟转基因技术区别在哪你好，基因重组是由于不同DNA链的断裂和连接而产生DNA片段的交换和重新组合，形成新DNA分子的过程。发生在生物体内基因的交换或重新组合。包括同源重组、位点特异重组、转座作用和异常重组四大类。是生物遗传变异的一种机制。 基因重组是指非等位基因间的重新组合。能产生大量的变异类型，但只产生新的基因型，不产生新的基因。基因重组的细胞学基础是性原细胞的减数分裂第一次分裂，同源染色体彼此分裂的时候，非同源染色体之间的自由组合和同源染色体的染色单体之间的交叉互换。基因重组是杂交育种的理论基础。 基因突变是指基因的分子结构的改变，即基因中的脱氧核苷酸的排列顺序发生了改变，从而导致遗传信息的改变。转基因技术是将人工分离和修饰过的基因导入到生物体基因组中，由于导入基因的表达，引起生物体的性状的可遗传的修饰，这一技术称之为转基因技术（Transgene technology）。人们常说的"遗传工程"、"基因工程"、"遗传转化"均为转基因的同义词。经转基因技术修饰的生物体在媒体上常被称为"遗传修饰过的生物体"（Genetically modified organism，简称GMO）。转基因技术，包括外源基因的克隆、表达载体、受体细胞，以及转基因途径等，外源基因的人工合成技术、基因调控网络的人工设计发展，导致了21世纪的转基因技术将走向转基因系统生物技术 - 合成生物学时代。

"公众对转基因担心的并不是基因技术，关键是转基因的“转”，现在通过基因测序研究已发展出基因编辑技术，可根据需要对原来的基因进行重新编辑，它可以不转任何新的基因，也能产生很好效果。中国今后将在进一步开展转基因研究的同时，积极推动基因编辑技术研究"。大妈连基因编辑都知道，真是厉害啊。既然提到这个，我就来科普一下啦。这个技术被Science期刊列为2013年十大突破中的第二位。导引RNA-Cas9系统是目前最简单有效的基因编辑方法。这个系统本身最初是受细菌抵抗噬菌体的启发。理论上你可以合成跟任何基因的DNA互补的导引RNA，这个RNA通过DNA-RNA序列互补（碱基配对），把核酸酶Cas9定位到目标基因，然后Cas9利用它的核酸酶活性把目标基因在特定的部位切断。之后，细胞自身的DNA损伤修复机制可以被用来改变目标基因Cas9切割点附近的DNA序列。这个系统可以用来选择性剔除某个基因，控制目标基因的转录活性，甚至有可能用来纠正导致遗传性疾病的突变基因。可是说到底，这个系统还是需要导入外源蛋白Cas9（最常用的是来自链球菌的Cas9)。另外，基因编辑只是对内源（原有）基因的修饰，而作物之所以需要转基因，常常是因为它们的内源基因里面没有包括编码某些有益性状的基因。如果要把内源的某个基因就地变成一个新的基因，即使技术上可以做到，带来的坏处也很可能超过好处（当然在特定条件下可能有例外），因为这个基因就会失去了原来该有的功能。当然，在有的情况下，可以利用基因编辑技术改变基因组里面某些基因的表达水平，就可以加强某些有益的性状和减弱某些有害性状。总之反转跟信教一样，是一种思维定式，基本上无解，不是技术手段可以解决的问题。

　　中山大学人类胚胎遗传性致病基因修复实验采取了CRISPR／Cas9基因编辑技术。该技术是近年在锌指核酸酶（ZFN）技术、类转录激活样效应因子核酸酶（TALEN）技术之后出现的新型基因编辑技术，原理来自细菌的适应性免疫防御机制。相比传统的基因打靶技术和其他基因编辑技术，CRISPR／Cas9更为精确、高效和经济。　　科学家发现，细菌在遭遇噬菌体等病毒侵染之后，可以获得其部分DNA（脱氧核糖核酸）片段并整合进基因组形成记忆，当再次遭到入侵时，转录出相应的RNA（核糖核酸），利用其中的“定位信息”引导Cas蛋白复合物定位和切割、彻底地摧毁入侵病毒的DNA。CRISPR／Cas9技术就是利用这一原理，用一种定制的RNA引导Cas，对预设DNA位点进行切割，造成DNA断裂，启动细胞内基因组修复机制，实现基因敲除、特异突变的修复或引入和定点转基因等。

你好，很高兴为你解答：基因编辑什么意思基因编辑，又称基因组编辑或基因组工程，是一种新兴的比较精确的能对生物体基因组特定目标基因进行修饰的一种基因工程技术。基因编辑技术指能够让人类对目标基因进行定点“编辑”，实现对特定DNA片段的修饰。基因编辑依赖于经过基因工程改造的核酸酶，也称“分子剪刀”，在基因组中特定位置产生位点特异性双链断裂（DSB），诱导生物体通过非同源末端连接（NHEJ）或同源重组（HR）来修复DSB，因为这个修复过程容易出错，从而导致靶向突变。基因编辑已经开始应用于基础理论研究和生产应用中，这些研究和应用，有助于生命科学的许多领域，从研究植物和动物的基因功能到人类的基因治疗。下面主要介绍基因编辑在动植物上的应用。动物基因的靶向修饰基因编辑和牛体外胚胎培养等繁殖技术结合，允许使用合成的高度特异性的内切核酸酶直接在受精卵母细胞中进行基因组编辑。 CRISPR -Cas9进一步增加了基因编辑在动物基因靶向修饰的应用范围。CRISPR-Cas9允许通过细胞质直接注射（CDI）从而实现对哺乳动物受精卵多个靶标的一次性同时敲除（KO）。单细胞基因表达分析已经解决了人类发育的转录路线图，从中发现了关键候选基因用于功能研究。使用全基因组转录组学数据指导实验，基于CRISPR的基因组编辑工具使得干扰或删除关键基因以阐明其功能成为可能。植物基因的靶向修饰植物基因的靶向修饰是基因编辑应用最广泛的领域。首先可以通过修饰内源基因来帮助设计所需的植物性状。例如，可以通过基因编辑将重要的性状基因添加到主要农作物的特定位点，通过物理连接确保它们在育种过程中的共分离，这又称为“性状堆积”。其次，可以产生耐除草剂作物。比如，使用ZFN辅助的基因打靶，将两种除草剂抗性基因（烟草乙酰乳酸合成酶SuRA和SuRB）引入作物 。再次，可以用来防治各种病害如香蕉的条纹病毒。此外，基因编辑技术还被应用于改良农产品质量，比如改良豆油品质和增加马铃薯的储存潜力。

　　中山大学人类胚胎遗传性致病基因修复实验采取了CRISPR／Cas9基因编辑技术。该技术是近年在锌指核酸酶（ZFN）技术、类转录激活样效应因子核酸酶（TALEN）技术之后出现的新型基因编辑技术，原理来自细菌的适应性免疫防御机制。相比传统的基因打靶技术和其他基因编辑技术，CRISPR／Cas9更为精确、高效和经济。　　科学家发现，细菌在遭遇噬菌体等病毒侵染之后，可以获得其部分DNA（脱氧核糖核酸）片段并整合进基因组形成记忆，当再次遭到入侵时，转录出相应的RNA（核糖核酸），利用其中的“定位信息”引导Cas蛋白复合物定位和切割、彻底地摧毁入侵病毒的DNA。CRISPR／Cas9技术就是利用这一原理，用一种定制的RNA引导Cas，对预设DNA位点进行切割，造成DNA断裂，启动细胞内基因组修复机制，实现基因敲除、特异突变的修复或引入和定点转基因等。

基因编辑是一种新兴的比较精确的能对生物体基因组特定目标基因进行修饰的一种基因工程技术。早期的基因工程技术只能将外源或内源遗传物质随机插入宿主基因组，基因编辑则能定点编辑想要编辑的基因。基因编辑依赖于经过基因工程改造的核酸酶，也称“分子剪刀”，在基因组中特定位置产生位点特异性双链断裂，诱导生物体通过非同源末端连接或同源重组（HR）来修复DSB，因为这个修复过程容易出错，从而导致靶向突变。这种靶向突变就是基因编辑。技术突破2020年12月11日，日本厚生劳动省通过其国内首个基因编辑食品的销售申请。这是一种基因编辑的西红柿，含有更多营养成分γ－氨基丁酸，预计最早将于2022年上市销售。领导研究的筑波大学教授江面浩说，基因编辑能大幅缩短作物品种改良时间，可以将原来需要10年的品种改良时间缩短到约1年半。

首先要从基因组的结构入手，再从基因组的结构是如何影响基因的表达来分析，下来就是基因表达的产物--蛋白了。蛋白具有众多的生理学功能：可以作为结构蛋白，也可以作为酶而催化生化反应等等重要的作用。最后就是代谢产物了，在酶的催化作用下会产生众多的代谢产物。这些代谢产物的水平变化可以反馈，反过来可以影响或者调控基因及蛋白的表达，最终还可以影响代谢产物自身的水平变化。 基因组编辑技术的优点就是可以从基因组水平来改变人类的遗传性状，解决目前困扰人类的疾病等问题。 弊端是目前基因组研究还没有将基因组中许多组件的作用及特性完全阐述清楚，所以基因组的编辑可能会产生一些完全相反的结果或者是一些未知的不理想的结果。 自己发挥一下吧。

想学基因编辑该学生物技术专业。基因编辑是生物技术专业。基因编辑（GenomeEditing），又称基因组工程，是遗传工程的一种，是指在活体基因组中进行DNA插入、删除、修改或替换的一项技术。生物技术毕业生应获得以下几方面的知识和能力：1、掌握数学、物理、化学等方面的基本理论和基本知识；2、掌握基础生物学、生物化学、分子生物学、微生物学、基因工程、发酵工程及细胞工程等方面的基本理论、基本知识和基本实验技能，以及生物技术及其产品开发的基本原理和基本方法；3、了解相近专业的一般原理和知识；4、熟悉国家生物技术产业政策、知识产权及生物工程安全条例等有关政策和法规；5、了解生物技术的理论前沿、应用前景和最新发展动态，以及生物技术产业发展状况；6、掌握资料查询、文献检索及运用现代信息技术获取相关信息的基本方法；具有一定的实验设计，创造实验条件，归纳、整理、分析实验结果，撰写论文，参与学术交流的能力。

这不是CRISPR/Cas9这项明星技术第一次得到人们的关注。在此之前，有着“豪华版”诺奖之称的“2015年度生命科学突破奖”颁发给了发现基因组编辑工具“CRISPR/Cas9”的两位美女科学家——珍妮弗·杜德娜和艾曼纽·夏邦杰。二人更是获得了2015年度化学领域的引文桂冠奖——素有诺奖“风向标”之称，曾被认为是今年诺贝尔化学奖的最有力竞争者。那CRISPR/Cas9到底是一项什么技术，为何能够获得如此这般青睐，又何以在短短两三年时间内，发展成为生物学领域最炙手可热的研究工具之一，并有近700篇相关论文发表？它将来又会如何影响到我们的生活？CRISPR/Cas9是继“锌指核酸内切酶（ZFN）”、“类转录激活因子效应物核酸酶（TALEN）”之后出现的第三代“基因组定点编辑技术”。与前两代技术相比，其成本低、制作简便、快捷高效的优点，让它迅速风靡于世界各地的实验室，成为科研、医疗等领域的有效工具 。

人体是复杂的，不是想改变就能随时随地改变的。

1、优点：由于基因技术在生物工程中的特殊作用，基因技术革命是继工业革命、信息革命之后对人类社会产生深远影响的一场革命。它在基因制药、基因诊断、基因治疗等技术方面所取得的革命性成果，将极大地改变人类生命和生活的面貌。同时，基因技术所带来的商业价值无可估量。从事此类技术研究和开发企业的发展前景无疑十分广阔。前期美国股市基因技术类股票的大幅上涨表明投资者对此类公司前途看好。我国的基因技术研究取得了不少成果，相关上市公司值得关注。2、缺点：基因工程产品的技术含量非常高，从目的基因的取得到表达载体的构建都是十分烦琐而艰巨的工作，必须在实验室中进行大量的工作。因此，基因工程产品的前期研究和开发投入（R&D）非常高，尤其是对细胞因子和重组药物的生产只要取得了具有高表达量的生产菌株，掌握分离和纯化技术，利用普通的发酵罐就能生产。如大举介入生物医药领域的日本麒麟株式会社原来是啤酒生产企业，掌握了生产技术后，利用原有的发酵设备便很快在细胞因子的生产领域占有了一席之地。扩展资料：基因编辑已经开始应用于基础理论研究和生产应用中，这些研究和应用，有助于生命科学的许多领域，从研究植物和动物的基因功能到人类的基因治疗。下面主要介绍基因编辑在动植物上的应用。基因编辑和牛体外胚胎培养等繁殖技术结合，允许使用合成的高度特异性的内切核酸酶直接在受精卵母细胞中进行基因组编辑。 CRISPR -Cas9进一步增加了基因编辑在动物基因靶向修饰的应用范围。CRISPR-Cas9允许通过细胞质直接注射（CDI）从而实现对哺乳动物受精卵多个靶标的一次性同时敲除（KO）。参考资料来源：百度百科- 基因技术参考资料来源：百度百科-基因编辑

To destroy is easier than to create ，摧毁总比创造要简单，这句话转换到基因编辑上就是：knockout比knock in容易。因为knockout只要摧毁基因，而knockin则是要创造一个新的“基因”，这个新”基因“不仅仅正确表达，还需要有相应的功能。换言之，knockout是non-specific，而knockin则是specific。 对于干细胞、悬浮细胞、原代细胞以及静息状态的细胞而言，转染已经相当困难，基于转染方式的knockout则是难上加难，而knockin则是上下左右为难。假如你的课题需要knockin一些特殊标记，而且不止一次需要knockin一次，那么有没有什么讨巧的办法既可以减轻工作量，又可以specific？今天我们就来讲 重组酶介导的盒式交换 （recombinase-mediated cassette exchange，RMCE） ，个人关于这个技术的描述是： 换药不换汤 。 本文的1、2点是基因重组背景知识和gateway重组的介绍， 如不需要，可直接跳到第3点，直达RMCE（宁可不看一二，也绝不能错过三） 。 在动笔写这篇文章RMCE之前，突然发现目前我们用到的几乎所有基因编辑手段，都是一种特定生物学过程的结果，那就是-- 重组（Recombination） 。例如我们在前面的文章中有提到过 HDR（Homology directed repair）介导的CRISPR-Cas9技术，就是依赖基因的同源重组，将供体片段替换到基因组中 ；此外，在piggyBac文章中提到的基因 转座 （Transposition ）*：DNA从某一位置移动到基因组上另一位置，也属于基因重组的范畴，并且是一种高度特异的基因重组。因此，在我们了解RMCE之前，需要加强一遍重组在我们基因编辑技术知识谱系的重要程度。 一类：自然发生的重组类型至少有以下四种： （1） General or homologous recombination（常规/同源重组）： 发生在序列非常相似的DNA分子之间，如二倍体生物中的同源染色体。同源重组是TELEN以及HDR介导的CRISPR-Cas9的基因编辑的基础，由于这种方法需要供体包含有非常长的同源臂，从而可以达到精准的效果，但精准度越高，其成功率又随之降低。 （2） Illegitimate or nonhomologous（不合理/非同源重组）： 由于这种重组方法并不需要有长同源序列，看起来“不合理”， 所以被称之为不合理（非法）重组。这种重组可造成随机突变，在科学研究中也有用到。 （3） Site-specific recombination（位点特异性重组）： 顾名思义，就是需要有特定的识别位点才能开启的重组方式，而这些特定的识别位点通常长度在几十bp左右， gateway recombination和今天我们要讲的RMCE则属于这种，由此可以想象一下RMCE也需要独特的识别位点 。 （4） Replicative recombination： 可以看到复制性转座属于这种类型。 二类：人为改造/创造的重组类型： （1） Plasmid Insertion Recombination（质粒插入重组）： 在体外使用核酸酶可对质粒进行酶切，使用连接酶可将质粒和DNA片段重组连接。其人为性不仅仅是因为这是体外实验，同时人类也可以使用PCR的方式合成出相应的酶切位点，从而增加质粒的可编辑性，这对于大家来说就是家常便饭。 （2） Gene Gun Recombination（基因枪重组）： 主要用于植物工程，将包裹在金粒子上的DNA分子轰入活细胞中，最后该DNA溶液就可并入细胞的基因组中。这是一种物理改变DNA传递方法，同时基因传递的方法有以下几个分类： 从基因枪的原理我们理解到， 改变DNA的传递方法，也是一种人为的重组方式 。因此上图还将（3） Virus Replication Recombination（病毒复制重组） 和（4）电转等等重组方式展现出来，这里就不再细说。 Gateway重组是常用质粒元件置换方案 ，主要用于将目的元件在不依赖于核酸酶的方式，置换到想要的backbone上。前面说到，CRISPR-Cas9是从噬菌体侵入细菌时细菌的抵抗得到启发，而gateway重组也是一个向自然界学习的典型例子。λ噬菌体在整合因子（IFN，Int）的帮助下， 将自身的attP位点和大肠杆菌的attB位点进行位点特异性重组，从而将自身的基因组整合到大肠杆菌中，此时attB & P产生两个新位点：attL & R 。因此人们从这上得到启发，将att位点克隆到质粒中，这样就可以轻松置换两质粒的原件，从而达到“换药不换汤”的目的。 从上图可知： （1）att位点的相关特性。 （2）以右图为例，现想要 将左边紫色骨架质粒的CaMPARI原件置换到右边黄色骨架质粒上 ，由于两个骨架质粒有可以互相重组的 attL1 & attL2位点 。将两种质粒放在同一个反应系统中，使用LR clonase，即可轻松将CaMPAR从紫色骨架转移到黄色骨架上，从而得到一个新质粒。而 ccdB是一个自杀基因 ，当细胞被转入带有ccdB的质粒后，大肠杆菌将不再生长，因此平板/培养基 只剩下含有目标质粒 的大肠杆菌。attL1 & L2重组后形成attP1 & P2的新位点。 （3）这种元件置换的方法，归根结底就在于供体和受体之间具有可重组的识别位点，按照这样的思路，人们可以将多种特殊的识别位点包装为元件置换系统。 目的：给质粒插入RFP标签 （1）挑选质粒 供体质粒： mRFP1Rab5 ； 目标质粒：pDONR-P2r-P3 （2）使用snapGene完成模拟 终于回到开头，在knockin本身就很难的情况下，课题设计还需要多个knockin。如何做到只knockin一次，后面的”knockin“全部由RMCE完成。以上gateway recombination只是开胃小菜，gateway主要用于体外构建载体，而 RMCE则可在体内达成元件转换 的作用。上一节我们了解到元件置换的基本原理就是：需要特点 识别位点+特定的重组酶 。活细胞及生物体内用到的位点特异性重组系统就是大名鼎鼎的 Cre-loxP、Flp-FRT以及Dre-rox 。以Cre-loxP系统为例: 看到上面的图是不是感觉很混乱并不好记忆，为什么loxP方向相同是倒置，相反是敲除或者移位。很多文章会告诉上图的内容，但根本的原因是loxP相当于影子分身，每个之间都可以互换，而且换的时候要求完全一样（影子分身能不一样？）。 我们想象一下上图deletion的状况，loxP-gene-loxP片段被Cre酶切除出来后可能出现的结果： （1）左右两个loxP由于还可以和切除位点互补重组，因此，切出来的loxP-gene-loxP片段再次被重组回去，其结果就是，切了跟没切一样。因此，再次印证了一句话，切开只是第一步，DNA repair才是决定结果的关键一步 （2）按道理左边loxP被Cre切开后，重组时应该结合自己原来残留的缺口，但正是因为长得一样，它认错了，把右边loxp剩下的缺口给占用了，导致gene-loxP片段被挤出基因组，此时就达到了敲除的效果。 根据以上描述，我们想知道，怎样才能解决，切了相当于没切的问题呢？ 在gateway中我们学到，att位点可有多种变体，同样 loxP位点也是 ，如下图所示， 不同loxP位点之间也有特定的重组方式和亲和力 [2]。可以看到： （1）野生型loxP可以和包括自己在内的所有loxP突变体进行重组。 （2）大部分loxP变体只能和少数loxP变体进行重组，例如：loxP66可以和loxP71、511等进行重组，最后形成相应的loxP位点。 （3）少部分loxP变体只能和自己进行重组，例如lox2272，每一种loxP变体的出现，都是在完善和扩大Cre-loxP系统，使之可使用性更强、更广。 目的：通过元件替换方式将细胞颜色荧光标签由绿色改为红色 Case 1 可以看到：loxP66-GFP-loxP71元件在Cre重组酶的帮助下，被替换为loxP66-DsRed-loxP71，由此，细胞的荧光颜色由红色转为绿色。但这个系统的效果看似并不那么好，只有少数细胞表现为红色，而大部分仍然是绿色的，而造成这个结果的原因是什么？欢迎留言给出自己的答案，下周我会将自己的解读放上来。 在TELEN、ZFN和CRISPR-Cas9技术的出现，使得knockin所需的同源臂长度从原来的十几kb，缩小到1 kb以内，大大降低了knockin的难度。然而即使是新技术的出现，knockin仍然具有较大的难度，尤其是knockin的效率会随着插入片段的长度增加而降低，超过3kb的knockin难度大大增加。个人小小整理RMCE使用情况如下： （1） 早期RMCE技术主要和慢病毒、转座子系统结合 ：使用慢病毒或转座子系统（睡美人SB或piggyBac）将master载体整合到基因组中， 构建出master cell line，之后在Cre重组酶的帮助下，将目标序列置换到master line中，从而一步得到新的细胞系。 慢病毒和转座子系统有高效的特点，但其机制是随机整合，因此当课题需要精确编辑时，这种整合方式则无法被采用。 （2）使用TELEN、ZFN技术将master载体质粒knockin到细胞中，构建master line，随后的故事同上。这个方案运用了精准敲入，因此难度增加不少，但系统成熟不少。 有人可能会说，knockin我不怕难，我可以一个一个的knockin，不需要使用RMCE系统 。但需要考虑到同一个细胞系， 随着培养时间的增加，细胞系内异质性也会增加 。有些课题对基因背景的均匀性有着变态的需求，此时 使用RMCE系统置换元件的方式，可以得到几乎一致的基因背景，但knockin序列不同的实验细胞系，从而提供更均匀稳定的实验背景 。 （3）敲入短片段master载体，通过Cre将长片段置换到master line中，完美避开长片段敲入极其困难的困境。 （4）对于基因编辑困难的细胞，能获取一个master line，会让整个课题组的工具系统上升一个等级。做过knockin的人都知道这个过程的困难。以TELEN系统为例，需要共转至少3个质粒：含有TELEN同源臂的+目的基因的载体，TELEN导航质粒Left + Right。以干细胞为例，转染效率是1%，那么一百万个细胞可获得约1万个被转染的细胞，而被共转的细胞则可能只有500个，这500个细胞中，真正被纯合knockin的细胞可能只有几个。按照传统挑单克隆的方式，那么很有可能就是培养了100个单克隆细胞系，最后只有1个是真正需要的，这个工作量想起来都让人觉得害怕。不过一般使用药物筛选方式，可最后筛出抗药生长的单克隆团，但分离出单克隆的步骤仍不可少。 RMCE可以提供更为均匀稳定的实验背景，但其优势也限制了其应用，因为master line敲入的位点限制了后续的应用。例如master line敲入位置是AAVS1位点，而其实课题需要的多个knockin是在多个不同位点的。此时RMCE系统则起不到作用。是的，RMCE是基因编辑技术的补充，不能要求其完成一切需求，但有了它，我们能用的工具就更多了。个人觉得， AAVS1 knockin的master line非常实用，可以轻松构建荧光标签细胞系，同时更多的inducible细胞系也更容易获取 。单独把RMCE拿出来讲，它可能不够出彩，它只是一个默默的扳手，看起来不起眼，但在关键时刻，还真香。 Reference： [1] Araki, Kimi, Masatake Araki, and Ken‐ichi Yamamura. "Site‐directed integration of the cre gene mediated by Cre recombinase using a combination of mutant lox sites." Nucleic acids research 30.19 (2002): e103-e103.

　　1. 如何看待这次基因编辑人类胚胎这个工作？　　首先这个工作从技术原理上来说没有什么突破。　　crispr这个蛋白在2002年被发现，而由于2012年在《科学》杂志上发表的一篇文章(1)而开始大红大紫，且形成了一定会得诺贝尔奖的技术：crispr-cas9。它的原理简单来说，可以看作剪切DNA的一把“剪刀”。它可以在DNA的特定位置上剪一个缺口，这个里面有两个非常重要的特点，一个是在特定位置剪，另一个是能形成缺口，所有的对这个技术的应用和后续文章都是利用这两个特性。这篇文章中的修复DNA简单来说就是将基因组的对应位置剪开，然后用一段好的DNA把之前错误的DNA给替换掉。　　以前也有一些DNA操作的“剪刀”，但剪起来非常复杂，而这次的“剪刀”太方便了，导致实验门槛大大降低。以前这个基因操作非常困难，代价也很大。所以很长一段时间实验用的基因操作过的动物实验室都倾向于找做过的实验室去要而不是自己做。　　而现在基本上只要一个掌握完善细胞、分子操作的实验室就可以完成这个工作，这个技术让基因操作平民化了。　　这个从2012年开始发展的技术经过了几年发展，技术已经相对完善了，从13年开始就不断有文章对各种动物植物的细胞进行编辑。2014年猴子的胚胎也能够编辑并能够生出基因编辑过的猴子。(2)而人的细胞的编辑甚至胚胎干细胞的编辑也实现了。(3)因此可以说，对人胚胎的操作从技术上来说并不难。所以这片文章也确实做到了。　　这篇文章做的不好的地方是没有尝试更好地去解决问题，只是想发个大新闻（笑）。这篇文章目的是想修复人胚胎里的错误DNA导致的遗传性疾病。　　之前说crispr-cas9其实有一个问题，就是这个“剪刀”去剪基因组的时候会剪错地方，形成“脱靶效应”，这个是需要避免的。文章中发现他们的实验存在比较高的，然后就下了这么个结论，而不是想着如何对能够真的去修复这样一个疾病。这其实是可以优化的，而且之前已经有文献介绍了一些方法来抑制(4)。而且对于脱靶效应的检测如果真的严谨的话还是需要做全基因组测序而不是文章中用的外显子测序，这样才能比较全面评估。

近日，中国科学家利用基因编辑技术——CRISPR/Cas9，对抑制狗骨骼肌生长的基因（MSTN）进行了敲除，培育出两只肌肉发达的“大力神”狗，成功构建了世界首个基因敲除狗模型。科研人员所使用的“基因编辑技术”，顾名思义，能够让人类对目标基因进行“编辑”，实现对特定DNA片段的敲除、加入等。而CRISPR/Cas9技术自问世以来，就有着其它基因编辑技术无可比拟的优势，技术不断改进后，更被认为能够在活细胞中最有效、最便捷地“编辑”任何基因。一、与诺奖“擦肩而过”的CRISPR/Cas9技术这不是CRISPR/Cas9这项明星技术第一次得到人们的关注。在此之前，有着“豪华版”诺奖之称的“2015年度生命科学突破奖”颁发给了发现基因组编辑工具“CRISPR/Cas9”的两位美女科学家——珍妮弗·杜德娜和艾曼纽·夏邦杰。二人更是获得了2015年度化学领域的引文桂冠奖——素有诺奖“风向标”之称，曾被认为是今年诺贝尔化学奖的最有力竞争者。那CRISPR/Cas9到底是一项什么技术，为何能够获得如此这般青睐，又何以在短短两三年时间内，发展成为生物学领域最炙手可热的研究工具之一，并有近700篇相关论文发表？它将来又会如何影响到我们的生活？CRISPR/Cas9是继“锌指核酸内切酶（ZFN）”、“类转录激活因子效应物核酸酶（TALEN）”之后出现的第三代“基因组定点编辑技术”。与前两代技术相比，其成本低、制作简便、快捷高效的优点，让它迅速风靡于世界各地的实验室，成为科研、医疗等领域的有效工具。

　1. 如何看待这次基因编辑人类胚胎这个工作？　　首先这个工作从技术原理上来说没有什么突破。　　crispr这个蛋白在2002年被发现，而由于2012年在《科学》杂志上发表的一篇文章(1)而开始大红大紫，且形成了一定会得诺贝尔奖的技术：crispr-cas9。它的原理简单来说，可以看作剪切DNA的一把“剪刀”。它可以在DNA的特定位置上剪一个缺口，这个里面有两个非常重要的特点，一个是在特定位置剪，另一个是能形成缺口，所有的对这个技术的应用和后续文章都是利用这两个特性。这篇文章中的修复DNA简单来说就是将基因组的对应位置剪开，然后用一段好的DNA把之前错误的DNA给替换掉。　　以前也有一些DNA操作的“剪刀”，但剪起来非常复杂，而这次的“剪刀”太方便了，导致实验门槛大大降低。以前这个基因操作非常困难，代价也很大。所以很长一段时间实验用的基因操作过的动物实验室都倾向于找做过的实验室去要而不是自己做。　　而现在基本上只要一个掌握完善细胞、分子操作的实验室就可以完成这个工作，这个技术让基因操作平民化了。　　这个从2012年开始发展的技术经过了几年发展，技术已经相对完善了，从13年开始就不断有文章对各种动物植物的细胞进行编辑。2014年猴子的胚胎也能够编辑并能够生出基因编辑过的猴子。(2)而人的细胞的编辑甚至胚胎干细胞的编辑也实现了。(3)因此可以说，对人胚胎的操作从技术上来说并不难。所以这片文章也确实做到了。　　这篇文章做的不好的地方是没有尝试更好地去解决问题，只是想发个大新闻（笑）。这篇文章目的是想修复人胚胎里的错误DNA导致的遗传性疾病。　　之前说crispr-cas9其实有一个问题，就是这个“剪刀”去剪基因组的时候会剪错地方，形成“脱靶效应”，这个是需要避免的。文章中发现他们的实验存在比较高的，然后就下了这么个结论，而不是想着如何对能够真的去修复这样一个疾病。这其实是可以优化的，而且之前已经有文献介绍了一些方法来抑制(4)。而且对于脱靶效应的检测如果真的严谨的话还是需要做全基因组测序而不是文章中用的外显子测序，这样才能比较全面评估。

人类严格控制基因编辑行为的原因在于：①人的实践活动要遵循真理尺度与价值尺度的统一②基因编辑技术可能突破人类的伦理道德底线③科学技术有时表现为异己的、敌对的力量④人的实践活动是合规律性与合目的性的统一。基因编辑，又称基因组编辑或基因组工程，是一种新兴的比较精确的能对生物体基因组特定目标基因进行修饰的一种基因工程技术或过程。早期的基因工程技术只能将外源或内源遗传物质随机插入宿主基因组，基因编辑则能定点编辑想要编辑的基因。基因编辑依赖于经过基因工程改造的核酸酶，也称“分子剪刀”，在基因组中特定位置产生位点特异性双链断裂，诱导生物体通过非同源末端连接或同源重组来修复，因为这个修复过程容易出错，从而导致靶向突变。这种靶向突变就是基因编辑。同源重组是最早用来编辑细胞基因组的技术方法。同源重组是在DNA的两条相似（同源）链之间遗传信息的交换（重组）。通过生产和分离带有与待编辑基因组部分相似的基因组序列的DNA片段，将这些片段注射到单核细胞中，或者用特殊化学物质使细胞吸收。这些片段一旦进入细胞，便可与细胞的DNA重组，以取代基因组的目标部分。这种方法的缺点是效率极低，且出错率高。基因编辑以其能够高效率地进行定点基因组编辑，在基因研究、基因治疗和遗传改良等方面展示出了巨大的潜力。

简单来说就是蛋白产物表达高的就是搞表达基因,反之就是低表达咯.这个原因很复杂,简单的说,首先,需要量的不同决定了基因表达的不同诱导机制.比如说转录因子的多少.还有染色体的不同状态也影响表达,异染色质的基因很难表达,还有上下游的调控序列影响转录效率,还有不同的甲基化状态,还有转录后的翻译调控等等.详细的说其实可以说上好几本书了

基因编辑的应用包括（基因的功能研究、模式生物的构建、物种改良、基因治疗）。A．基因的功能研究B．模式生物的构建C．物种改良D．基因治疗。答案解析：ABCD。拓展：首先，人工智能可以在基因编辑领域发挥重要作用。基因编辑是一种利用分子生物学技术对基因进行精确修改的方法，可以用于治疗遗传性疾病、改善农作物品质等。人工智能可以通过分析大量基因数据，预测基因编辑效果，优化编辑方案，提高编辑效率和准确性。例如，利用人工智能技术，科学家可以预测基因编辑效果，从而避免不必要的实验，节省时间和成本。其次，人工智能可以在蛋白质工程领域发挥重要作用。蛋白质是生命体中最重要的分子之一，具有广泛的应用前景，如药物研发、工业生产等。蛋白质工程是一种利用分子生物学技术对蛋白质进行改造的方法，可以改变蛋白质的结构和功能。人工智能可以通过分析大量蛋白质数据，预测蛋白质结构和功能，优化蛋白质工程方案，提高蛋白质产量和纯度。例如，利用人工智能技术，科学家可以预测蛋白质结构，从而设计出更加稳定和活性高的蛋白质。最后，人工智能可以在细胞培养领域发挥重要作用。细胞培养是一种利用细胞生物学技术对细胞进行培养和扩增的方法，可以用于生产生物制品、疫苗等。人工智能可以通过分析大量细胞数据，预测细胞生长和代谢行为，优化细胞培养方案，提高细胞产量和质量。例如，利用人工智能技术，科学家可以预测细胞生长和代谢行为，从而设计出更加优化的培养条件，提高细胞产量和质量。总之，人工智能在生物技术上的应用具有广泛的应用前景，可以提高实验效率、减少人为误差、加速新药研发等。未来，随着人工智能技术的不断发展和完善，相信它将在生物技术领域发挥越来越重要的作用。

基因敲除是自80年代末以来发展起来的一种新型分子生物学技术，是通过一定的途径使机体特定的基因失活或缺失的技术。通常意义上的基因敲除主要是应用DNA同源重组原理，用设计的同源片段替代靶基因片段，从而达到基因敲除的目的。随着基因敲除技术的发展，除了同源重组外，新的原理和技术也逐渐被应用，比较成功的有基因的插入突变和iRNA，它们同样可以达到基因敲除的目的。

“上帝的手术刀”对海洋生物做了啥？ 今年的诺贝尔化学奖颁发给了两位女科学家——埃马纽埃尔·卡彭蒂耶（Emmanuelle Charpentier）和詹妮弗·杜德纳（Jennifer A. Doudna），以表彰她们开发了被誉为“上帝的手术刀”“基因魔剪”的CRISPR/Cas9基因编辑技术。今年的诺贝尔化学奖得主 CRISPR即成簇的规律性间隔排列的短回文重复序列（clustered regularly interspaced short palindromic repeat ）。Cas是CRISPR关联基因（CRISPR associated gene）的缩写。 CRISPR最初由日本科学家在大肠杆菌中发现，后来被证明广泛存在于约45%的细菌和约90%的古细菌中，是其抵御噬菌体入侵的重要武器。 当噬菌体第一次侵染细菌时，细菌的Cas1和Cas2蛋白会将噬菌体的一小段DNA片段整合到自己的重复序列区中，成为一个新的间隔序列。待同一种噬菌体再次来袭时，病毒DNA被间隔序列转录的guide RNA识别，并激活Cas核酸酶，切断噬菌体的DNA双链，从而守护自身安全。利用此原理，科学家们可以实现对研究对象某一特定序列的靶向敲除、敲入等。CRISPR/Cas9 CRISPR/Cas9系统可分为三类，其中CRISPR/Cas9结构和操作更简洁，由guide RNA引导Cas9核酸内切酶进行靶向基因编辑，自2013年首次运用到真核生物基因编辑以来，发展迅速，曾于2013年、2015年两次被Science杂志评为当年十大科学突破，且今年终于不负众望，摘得诺奖桂冠。 目前关于CRISPR基因编辑技术的报道多集中于人类医学（处于实验室研究阶段）和线虫、拟南芥、果蝇、斑马鱼、小鼠等模式生物。那么，这把“上帝的手术刀”在海洋生物中的应用取得了哪些进展呢？构建海洋模式生物与疾病模型 将CRISPR基因编辑技术运用于海洋生物的最早报道可追溯至2014年。这一年，Sasaki、Stolfi等人均以海洋模式生物——玻璃海鞘（Ciona intestinalis）为研究对象，利用CRISPR技术先后实现了Hox基因定位和ebf基因定点突变。 Hox基因是一种动物基因组内高度保守的发育调控基因，在动物体轴形成过程中起重要的作用。ebf基因可在胚胎发育过程中决定细胞命运。这两种基因突变的玻璃海鞘模型可用于探究脊索动物身体形成的分子机制。 2016年，Nymark等将CRISPR技术运用到了海洋藻类中, 成功敲除了三角褐指藻（Phaeodactylum tricornutum）的CpSRP54基因。 CRISPR技术为海洋生物模型构建提供了新的视角，加快了科学家们探秘海洋生物起源与进化的步伐。培育海洋经济新品种 海产鱼虾贝蟹是我们饮食中重要的蛋白质来源，而良种的培育能促进海水养殖业快速发展。利用基因编辑技术在新品种培育中具有诸多优势，如育种周期短、靶向性强、比转基因技术安全性高等，有着广阔的应用前景。 2019年，Kim等将肌生成抑制素（PoMSTN）基因相关基因编辑组件通过显微注射导入牙鲆（Paralichthys olivaceus）胚胎中，经过筛选，得到了杂合双等位基因突变体，表现为身体增厚，肉质更加肥满。与野生型（左）相比，PoMSTN基因杂合突变的牙鲆（右）的肥满度增加（图片来自Kim等，2019） 今年，来自河北大学的研究者们利用CRISPR/Cas9技术敲除了脊尾白虾（Exopalaemon carinicauda）的类胡萝卜素异构加氧酶（EcNinaB-X1）基因，发现突变体在受到副溶血性弧菌或嗜水弧菌的攻击时存活率明显高于野生型；又敲除了另一个类胡萝卜素加氧酶基因EcBCO2，突变体具有更高的抗病性。这些研究发现为培育抗病抗逆对虾新品种提供了新思路。解析海洋生物基因功能 解密基因的功能是解读生命这部“天书”的先决条件，基因编辑技术为科学家们提供了一个解密的绝妙手段。2014 年，Nakanishi等人将CRISPR 技术首次运用于甲壳动物，失活了大型溞（Daphnia magna）的pax6 基因，证明了该基因在眼发育中的关键作用。2019年，Liu等人成功敲除海胆的聚酮化合物合酶1基因（Psk1），突变个体从表现为白化。野生型（左）与Pks1基因敲除的白化海胆（右）（从3个月至成年） 需要承认，基因编辑技术在海洋生物的应用仍处于初级阶段，受到海洋生物材料本身问题（如显微注射后的受精卵孵化率有待提高、海洋生物细胞系数目较少等）、CRISPR系统脱靶问题等方面的制约。但毫无疑问，海洋生物基因编辑领域的前途是光明的，我们有理由相信科研工作者们会不断创新，成功解决上述问题，取得海洋生物基因编辑领域的一个又一个成就！参考文献Doudna J A, Charpentier E. The new frontier of genome engineering with CRISPR-Cas9[J]. Science, 2014, 346(6213): 1258096.Kim J, Cho J Y, Kim J W, et al. CRISPR/Cas9-mediated myostatin disruption enhances muscle mass in the olive flounder Paralichthys olivaceus[J]. Aquaculture, 2019, 512: 734336.Liu D, Awazu A, Sakuma T, et al. Establishment of knockout adult sea urchins by using a CRISPR‐Cas9 system[J]. Development, Growth & Differentiation, 2019, 61(6): 378-388.