pcr

答:pcr荧光探针法是SYBRGreen掺入到双链DNA中的量。SYBRGreen掺入到双链DNA中后会发出荧光。但是只要是双链，它都掺。而探针法是当探针结合到目标序列上以后，聚合酶降解探针后，探针上自带的荧光基团离开淬灭基团，从而发出荧光。CC 型的符合率 100%,CT 型的符合率 100%,TT 型的符合率 100%,Kappa 值=1,两种方法表 现出了完全的一致性。

所谓实时荧光定量PCR技术，是指在PCR反应体系中加入荧光基团，利用荧光信号积累实时监测整个PCR进程，最后通过标准曲线对未知模板进行定量分析的方法。检测方法1.SYBRGreenⅠ法：在PCR反应体系中，加入过量SYBR荧光染料，SYBR荧光染料特异性地掺入DNA双链后，发射荧光信号，而不掺入链中的SYBR染料分子不会发射任何荧光信号，从而保证荧光信号的增加与PCR产物的增加完全同步。SYBR定量PCR扩增荧光曲线图PCR产物熔解曲线图（单一峰图表明PCR扩增产物的单一性）2.TaqMan探针法：探针完整时，报告基团发射的荧光信号被淬灭基团吸收；PCR扩增时，Taq酶的5"-3"外切酶活性将探针酶切降解，使报告荧光基团和淬灭荧光基团分离，从而荧光监测系统可接收到荧光信号，即每扩增一条DNA链，就有一个荧光分子形成，实现了荧光信号的累积与PCR产物的形成完全同步。

加到6uL；根据我的经验，配制1.5%的琼脂糖凝胶电泳时，检测的加4uL，marker点到了6uL。其实每个胶孔的加样量和你配置的胶的厚度有很大关系，你可以试试，就知道了。补充点，我跑电泳的时候是PCR产物，也跑过引物，用2％的琼脂糖胶，上样量是10uM，EB染色后很亮。拓展：marker是人为的把一系列已知大小的DNA（或已知质量的蛋白,当然PCR中用的是DNA marker不是蛋白marker）混合在一起,在电泳的时候对照用.跑完电泳之后,会看到marker的有几条清楚的条带,而每条的大小都是可以在这个marker的说明书上查到的.所以,条带对照,就大体知道你需要的条带的大小范围了。

不太一样。内参是相对定量用的，marker是定大小的。内参一般是RT-PCR用的，当底物是cDNA文库这种混合物时，除了扩增目的片段，往往还要扩增一个内参。内参一般选择细胞内的管家基因，表达量不会随着细胞状态而变化的，如U6，GAPDH等。由于PCR定量结果受底物影响较大，枪不准或者操作不当带来的很大误差，所以用目的片段的定量结果除以内参的定量结果，就能得到一个相对准确的比值，即相对定量。marker一般是用在普通pcr之后的跑电泳过程中。marker是一系列确定大小的DNA片段，跑出一个ladder，然后你的扩增片段与ladder比较，就可以知道片段的大概长度，然后判断是不是你要的片段，还是杂带。

不是在样品里加marker，marker是一些标准长度的DNA，加在样品旁边的空里，给样品的DNA长度做一个比对

PCR实验本身中不需要加入marker,但是在PCR过后跑电泳的时候需要加入marker.用来对比PCR产物的大小,看看产物的电泳条带是不是符合你的预期的。PCR中加marker的原因：marker是人为的把一系列已知大小的DNA（或已知质量的蛋白,当然PCR中用的是DNAmarker不是蛋白marker）混合在一起,在电泳的时候对照用.跑完电泳之后,会看到marker的有几条清楚的条带,而每条的大小都是可以在这个marker的说明书上查到的.所以,条带对照,就大体知道你需要的条带的大小范围了。PCR：PCR(聚合酶链式反应）是利用DNA在体外摄氏95°高温时变性会变成单链，低温（经常是60°C左右）时引物与单链按碱基互补配对的原则结合，再调温度至DNA聚合酶最适反应温度（72°C左右），DNA聚合酶沿着磷酸到五碳糖(5"-3")的方向合成互补链。基于聚合酶制造的PCR仪实际就是一个温控设备，能在变性温度，复性温度，延伸温度之间很好地进行控制。marker：标记（Marker），染色体上一个可以被识别的区域（比如限制性内切酶的酶切点，基因的位置等）。标记的遗传能够被检测出来。标记可以是染色体上有表达功能的部分（比如基因），也可以是没有编码蛋白质功能但遗传特性能够被检测出来的部分。

a b分别扩增回收之后都加一点点做模板，然后直接加两头的primers扩就可以，不过我一般重叠的部分大于30bp，而且用的是比较好的比如long pcr的酶

你的目的条带出来了吗？根据我的经验，只要目的条带出来就可以回收拿去测序了。。纠结那个100bp的条带会拖慢你的实验进度，你觉得呢？不如继续下面的步骤的同时回头再考虑这个问题。。

试试把退火时间延长一些，看能不能把两条链连上。一般就是照着引物的Tm值做就可以的。

常见原因如下：（1）引物没设计好，重叠的部分长度不够好；（2）过长片段的叠加通常都比较困难；（3）PCR体系不够好，导致扩增不好。

没做过重叠pcr，楼主做完后分享一下效果

overlap extension pcr网络重叠延伸pcr1Reconstruct Chicken Major Histocompatibility Complex ⅰ in vitro Using Splicing Overlap Extension PCR Method重叠延伸PCR法体外重建鸡主要组织相容性复合体Ⅰ2And scFv gene was amplified by the overlap extension PCR method using cDNA as template.以cDNA为模板，用重叠延伸PCR方法扩增得到scFv基因。

重叠PCR,拼全了是重叠延伸PCR或splicing by overlap extension,SOE.,9,聚合酶链式反应(Polymerase Chain Reaction)，简称PCR overlap PCR------PCR 重组,0,

没有明确规定，但我们通常使用十五六个重叠，效果还不错。

因为不清楚你所扩增的全长片断、以及Overlap过程中要搭在一起的两个片断各是多长，所以无法提供非常具体的意见。谈一点我的经验，供参考。overlap能成功，要点是overlap的部分能保证有效的退火（形象地说，能牢固地“粘”在一块）。所以overlap的部分要有一定长度（你的试验中25bp的重叠区应该够长），并且注意这部分的GC含量，以便使这部分（重叠的25bp）有一个合适的Tm值（例如65度），而且你使用的PCR循环所用的退火温度应该低于此温度——否则overlap的部分可能“粘”不到一起。另外一点是要意识到overlap的前后两段核酸单链有可能形成一定的空间结构！尤其是PCR退火温度较低、降温速度较快时更增加这种情况的几率。前后两段越长越容易形成某种空间结构。而这种空间结构可能会对overlap区的退火造成影响。 当然，overlap区本身也有形成某种空间结构的可能（例如发夹结构），但这可以通过软件设计（如引物设计软件）来避免。得不到全长片断，我认为首先要考虑overlap区没有成功退火。所以建议你使用TouchDown PCR试试。TouchDownPCR方法在分子克隆上有介绍。这种PCR使用一个较高的退火温度，循环几周（如三周）后降一度，然后在此温度上再循环几周，以此类推。通常最高和最低退火温度间可相差十度。Touch Down PCR有利于解决空间结构影响overlap区退火的问题，增加扩增成功的机会。其他的可尝试的地方，也可以试试加用一些变型剂，如甲酰胺、DMSO等。也可同Touch Down PCR配合使用。但建议先单纯试试TouchDown PCR。

楼上说得很有道理。温度很低啊。建议你先不要加引物，做10个循环（模板本身就是引物）。然后再加入引物1a和2b.还有退火温度比TM低5度，40度那步不要。可以换成49度5个循环。

生物实验就是这样 我都急了两个月我的实验了。。。。

重叠延伸pcr

几点考虑：你的A2和B1和原来模板的互补区太短了。或者说你加上的序列和互补区的比例太大了，影响PCR的反应先试一下，看看你的A1和B2在一起P，能不能有结果

pcr扩增dna实验报告结果分析是延伸”三步反应的多次循环，使DNA片段在数量上呈指数增加，从而在短时间内获得我们所需的大量的特定基因片段。在环境检测中，靶核酸序列往往存在于—个复杂的混合物如细胞提取液中，且含量很低。利用DNA在体外摄氏95°高温时变性会变成单链，低温（经常是60°C左右）时引物与单链按碱基互补配对的原则结合，再调温度至DNA聚合酶最适反应温度（72°C左右），DNA聚合酶沿着磷酸到五碳糖(5"-3")的方向合成互补链。实验分析PCR技术有效地解决了传统定量只能终点检测的局限，实现了每一轮循环均检测一次荧光信号的强度，并记录在电脑软件之中，通过对每个样品Ct值的计算，根据标准曲线获得定量结果。利用外标准曲线的实时荧光定量PCR是迄今为止定量最准确，重现性最好的定量方法，已得到全世界的公认，广泛用于基因表达研究、转基因研究，药物疗效考核、病原体检测等诸多领域。以上内容参考：百度百科——聚合酶链式反应（ PCR扩增）

具体的实验有具体的做法，去CNKI上查，会有收获的。

据我所知，好像real time PCR仪最好的要数ABI吧，其次就是bio-rad了，roche的好像没有听过。

其实虽然tap酶的最适温度在75度，但处于这个温度下酶失活的速度也较72度要快，而72度时，酶的活力与75度相比虽有下降，但对最终结果影响不大而且温度高，不利于引物和模板的结合，也不利于合成出的dna链与模板结合。个人理解，仅供参考。

RNA提取后有没有必要用DNA酶处理主要和你的用途有关。如果仅仅是扩某个基因，那就无所谓。如果是定量RT-PCR，则最好DNA酶处理一下，或者引物需跨exon. 比如用QIAGEN的RNase-free的DNase处理的，不是加了DNase就结束了，为了去除DNase（蛋白）和buffer等可能影响到后期操作的因素，所以酶解了DNA后必须纯化RNA（QIAGEN的纯化柱），这样得到的RNA才用于定量实验。即使这样，在做real-time PCR时都要加一管仅加RNA的作为阴性对照（排除DNA的污染）。

宝生物的吧

我选定了大部分人选 用的搭配 FAM 和VIC通道，其中与FAM 对应的淬灭基因为BHQ， 与VIC通道对应的淬灭基因为TAMRA。在检测的过程中总是出现FAM通道的信号漏到VIC通道，有时也能反过来，刚开始以为是模板的污染或者是仪器校正的问题，结果一一排除了，后来有人说是仪器本身的物理因素造成的，FAM和VIC荧光波长本来就有重叠的部分，这也是事实，可是这样会造成结果的判读有问题，各位做荧光的大虾给我指点指点迷津：或是规范结果判断的方法或是减少荧

聚合酶链式反应（polymerase chain reaction , PCR）是体外扩增DNA序列的技术。它与分子克隆和DNA序列分析方法几乎构成了整个分子生物学实验工作的基础。在这三种技术中，PCR方法理论上出现最早，实践中应用也最广泛。PCR技术使对微量的核酸（DNA或RNA）操作变得简单易行，同时还可以使核酸研究脱离活体生物。PCR技术的发明是分子生物学的一项革命，它极大地推动了分子生物学以及生物技术产业的发展。PCR技术发展简史人类对于核酸的研究已经有100多年的历史。20世纪60年代末70年代初，人们致力于研究基因的体外分离技术。但是，由于核酸的含量较少，一定程度上限制了DNA的体外操作。Khorana于1971年最早提出核酸体外扩增的设想。但是，当时的基因序列分析方法尚未成熟，对热具有较强稳定性的DNA聚合酶还未发现，寡核苷酸引物的合成仍处在手工、半自动合成阶段，这种想法似乎没有任何实际意义。1985年，美国科学家Kary Mullis在高速公路的启发下，经过两年的努力，发明了PCR技术，并在Science杂志上发表了关于PCR技术的第一篇学术论文。从此，PCR技术得到了生命科学界的普遍认同，Kary Mullis也因此而获得1993年的诺贝尔化学奖。但是，最初的PCR技术相当不成熟，在当时是一种操作复杂、成本高昂、“中看不中用”的实验室技术。1988年初，Keohanog通过对所使用的酶的改进，提高了扩增的真实性。尔后，Saiki等人又从生活在温泉中的水生嗜热杆菌内提取到一种耐热的DNA聚合酶，使得PCR技术的扩增效率大大提高。也正是由于此酶的发现使得PCR技术得到了广泛地应用，使该技术成为遗传与分子生物学分析的根本性基石。在以后的几十年里，PCR方法被不断改进：它从一种定性的分析方法发展到定量测定；从原先只能扩增几个kb的基因到目前已能扩增长达几十个kb的DNA片段。到目前为止，PCR技术已有十几种之多，例如，将PCR与反转录酶结合，成为反转录PCR，将PCR与抗体等相结合就成为免疫 PCR等。PCR技术的基本原理和操作1. PCR的基本原理PCR的基本工作原理就是以拟扩增的DNA分子为模板，以一对分别与模板互补的寡核苷酸片段为引物，在DNA聚合酶的作用下，按照半保留复制的机理沿着模板链延伸直至完成新的DNA合成。通过不断重复这一过程，可以使目的DNA片段得到扩增。另一方面，新合成的DNA片段也可以作为模板，因而 PCR技术可使DNA的合成量呈指数型增长。2. PCR的基本成分PCR包括7种基本成分：模板DNA、特异性引物、热稳定DNA聚合酶、脱氧核苷三磷酸（dNTP）、二价阳离子、缓冲液及一价阳离子。模板DNA：包括基因组DNA、质粒DNA、噬菌体DNA、预先扩增的DNA、cDNA和mRNA分子等几乎所有形式的DNA和RNA都能成为PCR技术反应的模板。除此之外，PCR反应还可以直接以细胞为模板。特异性引物：是一段与模板DNA链结合的寡核苷酸片段，对于DNA的扩增起到引发的作用。热稳定DNA聚合酶：这是PCR技术实现自动化的关键。热稳定DNA聚合酶是从两类微生物中分离的：一类是嗜热和高度嗜热的真细菌，另一类是嗜热古细菌。现在又出现了一种兼顾了几种DNA聚合酶特点的混合型酶。脱氧核苷三磷酸（dNTP）：是DNA合成的原料，包括dATP、dGTP、dTTP、dCTP。二价阳离子：常用到Zn2+和Mg2+,作为构成热稳定性DNA聚合酶的成分之一。缓冲液：一般使用Tris-Cl缓冲液，标准的为10mmol/L,并将其调节到8.3~8.8之间。一价阳离子：一般使用50mmol/L的KCl溶液，有利于改善扩增的产物质量。PCR的基本操作PCR是一种级联反复循环的DNA合成反应过程。PCR技术的基本反应由三个步骤组成：1. 变性：通过加热使模板DNA完全变性成为单链，同时引物自身和引物之间存在的局部双链也得以消除；2. 退火：将温度下降至适宜温度，使引物与模板DNA退火结合；3. 延伸：将温度升高，热稳定DNA聚合酶以dNTP为底物催化合成DNA链延伸。以上三部为一个循环，新合成的DNA分子又可以作为下一轮合成的模板，经多次循环后即可达到扩增DNA片段的目的。PCR的主要应用最初建立PCR是为了扩增已知序列的靶基因。因为在PCR方法问世以前，要获得一个靶基因，必须建立基因文件库，然后从成千上万的菌落中通过 Southern blot 杂交筛选含有靶基因的克隆。这样既费时又费钱，特别是在克隆真核生物基因时难度更大。自从建立了PCR方法以后，使克隆已知序列的基因变得非常容易。为了适应分子生物学的快速发展，PCR方法也得到了不断发展，现在PCR已应用到生命科学的各个领域。1. 基础研究方面的应用目前从事分子生物学的实验室和研究人员，几乎每天都在使用PCR，可以说几乎没有一个分子生物学家没有使用过PCR。因此，PCR与分子克隆一样是分子生物学实验室的常规方法，可用于达到以下目的：l 扩增目的基因和鉴定重组子；l 克隆基因；l 基因功能和表达调控的研究；l 基因组测序；l 制备单链模板；l 致突变；2. PCR在临床上的应用l 在遗传学上的应用：人类的遗传性疾病是因为某一碱基序列发生了突变，使之缺失或形成某一限制性内切酶的识别位点，通过PCR结合限制片段长度多态性分析（PCR-RFLP），就可以从基因的水平对遗传性疾病进行分析。例如，血友病甲是一种常见的遗传性出血性疾病，患者体内缺乏凝血因子FVIII这是由于基因第14个外显子的第336位氨基酸的编码基因发生了突变，产生了一个新的PstI酶切点，因此可以使用PCR-RFLP对血友病进行诊断。PCR还可以用来检测遗传性耳聋和Leber遗传性视神经病。l 在肿瘤研究中的应用：PCR已日益广泛应用于肿瘤的病因与发病机理研究以及肿瘤诊断与治疗的研究中。例如，差异显示PCR技术能针对不同肿瘤寻找其特异而敏感的标志物，并用于肿瘤早期诊断、判断预后及疗效评估。另一方面，在使用普通放疗、化疗的同时可结合定量PCR技术检测微小残留病灶，以进一步改进治疗方案。此外，由于癌症的发生在一定意义上是单个细胞分子发生变化，因而可以使用单细胞PCR技术对癌症的发病机理进行研究。l 检测病原体l 在基因分型中的应用：当进行器官移植时并须先组织配型工作，此时常应用序列特异性寡核苷酸多态性PCR（PCR-sequence specific oilgonucleotide polymorphism,PCR-SSOP）对人类白细胞抗原（human leukocyte antigen,HLA）进行分型，使移植成功率大大提高。此外PCR-限制性片段长度多态性也可以用于对HLA的分型。3. 在法医学中的应用例如：最早应用DNA限制性片段长度多态性结合PCR-RFLP来进行法医学个体识别和亲子鉴定。目前发现在真核生物基因组编码和非编码序列中的短串联重复序列的重复次数在个体间存在着差异，因此可以使用短串联重复PCR技术对其进行分析。使用PCR技术进行法医鉴定的优点是样品用量小并且适于对高度降解材料的检测。除刚才提到的之外，可变数目串联重复序列（variable number tandem repeat,VN-TR）PCR也可以用于法医学个体识别和亲子鉴定。所以，综上所述，PCR的确是一种分子生物学研究的基础技术。在它30多年的发展中衍生出了诸如PCR-RFLP、PCR-SSOP、VN- TR，以及免疫PCR、致突变PCR和定量PCR等十几种不同的技术方法。PCR技术可以为基因工程提供目的基因，并广泛地应用于个体识别、亲子鉴定、免疫配型、疾病诊断等方面。可以说，PCR已经渗透到了生命科学的各个领域。21世纪是生物工程的世纪。我相信，在今后的发展中PCR技术会不断地得到扩充和完善，PCR技术也将发挥着越来越重要的作用。

DNA合成，新链的延伸方向是5→3因此，需要在5端加上酶切位点酶切位点可以上网查同时，记得再加上一些保护碱基因为内切酶除了有特异的识别位点之外，还需多几个无需特异性的碱基提供一个platform让它可以结合上去，否则会掉下来保护碱基的具体数目可以上NEB的网站查那么，引物的结构就是（5→3）：保护碱基+酶切位点+原来的引物序列

博凌科为-为你解答：如果你是直接从DNA中克隆基因的话，设计一对引物，用高保真的Phusion或者Vent酶就可以。NEB的产品很不错。 如果你要从cDNA中克隆的话，考虑到RNA的降解，你不能使用一对引物来克隆。而是设计两对或者多对引物。比如，你你针对序列这几两对引物，前一对引物的下游，和后一对引物的上游，应该设计15个bp的重合。前一对引物的上游和后一对引物的下游则位于整个4kb基因的首位两段。 这样，你用这两对引物先克隆出4kb基因的两个短片段。然后将两个短片段作为模板，以前一对引物的上游引物，和下一对引物的下游引物来在一个PCR反应体系中扩增，获得4kb的全片段。、 如果你要设计多对引物，方法类似，都是上一段的下游和下一段的上游有十几个bp的重合--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------补充一下，如果你是从基因组中直接克隆的话，那就是设计一对引物。使用高保真的聚合酶做long PCR, 目前的Phusion Taq酶对于4kb的片段是没什么问题的。我自己曾经尝试克隆过3kb的片段，非常的清晰，没有任何拖带。但是成功的关键在于你要设计特异性的引物，建议你设计30-50个bp左右的引物（引物越长，对模板的特异性要求越高），提高退火温度，来保证引物的特异性。 此外，加长PCR程序中的变性时间，来保证基因组DNA的完全接连，适度延长退火时间，加大引物使用的量，来保证引物和模板的结合。毕竟你是从整个基因组中寻找你的目的基因。

一般来讲，进行real-time qPCR MasterMix都是2×的浓缩液，只需要加入模板和引物就可以。由于real-time qPCR灵敏度高，所以每个样品至少要做3个平行孔，以防在后面的数据分析中，由于Ct相差较多或者SD太大，无法进行统计分析。

罗氏是总部位于瑞士的高科技巨头

PCR技术的基本原理 类似于DNA的天然复制过程,其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物.PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成：①模板DNA的变性：模板DNA经加热至93℃左右一定时间后,使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离,使之成为单链,以便它与引物结合,为下轮反应作准备；②模板DNA与引物的退火(复性)：模板DNA经加热变性成单链后,温度降至55℃左右,引物与模板DNA单链的互补序列配对结合；③引物的延伸：DNA模板--引物结合物在TaqDNA聚合酶的作用下,以dNTP为反应原料,靶序列为模板,按碱基配对与半保留复制原理,合成一条新的与模板DNA 链互补的半保留复制链重复循环变性--退火--延伸三过程,就可获得更多的“半保留复制链”,而且这种新链又可成为下次循环的模板.每完成一个循环需2～4分钟,3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍,1,①模板DNA的变性：模板DNA经加热至93℃左右一定时间后，使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离，使之成为单链，以便它与引物结合，为下轮反应作准备；②复性：模板DNA经加热变性成单链后，温度降至55℃左右，引物与模板DNA单链的互补序列配对结合；③引物的延伸：DNA模板--引物结合物在72℃、DNA聚合酶的作用下，以靶序列为模板，按碱基互补配对与半保留复制原理，合成一条新的与模板DN...,2,不太懂,1,这个！！！！！,1,

PCR原理DNA的半保留复制是生物进化和传代的重要途径。双链DNA在多种酶的作用下可以变性解旋成单链，在DNA聚合酶的参与下，根据碱基互补配对原则复制成同样的两分子拷贝。在实验中发现，DNA在高温时也可以发生变性解链，当温度降低后又可以复性成为双链。因此，通过温度变化控制DNA的变性和复性，加入设计引物，DNA聚合酶、dNTP就可以完成特定基因的体外复制。但是，DNA聚合酶在高温时会失活，因此，每次循环都得加入新的DNA聚合酶，不仅操作烦琐，而且价格昂贵，制约了PCR技术的应用和发展。耐热DNA聚合酶-Taq酶的发现对于PCR的应用有里程碑的意义，该酶可以耐受90℃以上的高温而不失活，不需要每个循环加酶，使PCR技术变得非常简捷、同时也大大降低了成本，PCR技术得以大量应用，并逐步应用于临床。PCR技术的基本原理类似于DNA的天然复制过程，其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性-退火-延伸三个基本反应步骤构成：①模板DNA的变性：模板DNA经加热至93℃左右一定时间后，使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离，使之成为单链，以便它与引物结合，为下轮反应作准备；②模板DNA与引物的退火（复性）：模板DNA经加热变性成单链后，温度降至55℃左右，引物与模板DNA单链的互补序列配对结合；③引物的延伸：DNA模板-引物结合物在72℃、DNA聚合酶（如TaqDNA聚合酶）的作用下，以dNTP为反应原料，靶序列为模板，按碱基互补配对与半保留复制原理，合成一条新的与模板DNA链互补的半保留复制链，重复循环变性-退火-延伸三过程就可获得更多的“半保留复制链”。而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2～4分钟，2～3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。pcr扩增步骤标准的PCR过程分为三步：DNA变性：（90℃-96℃）：双链DNA模板在热作用下，氢键断裂，形成单链DNA退火：（60℃-65℃）：系统温度降低，引物与DNA模板结合，形成局部双链。延伸：（70℃-75℃）：在Taq酶（在72℃左右，活性最佳）的作用下，以dNTP为原料，从引物的3′端开始以从5′→3′端的方向延伸，合成与模板互补的DNA链。每一循环经过变性、退火和延伸，DNA含量即增加一倍。如图所示：现在有些PCR因为扩增区很短，即使Taq酶活性不是最佳也能在很短的时间内复制完成，因此可以改为两步法，即退火和延伸同时在60℃-65℃间进行，以减少一次升降温过程，提高了反应速度。扩展资料试验污染PCR反应的最大特点是具有较大扩增能力与极高的灵敏性，但令人头痛的问题是易污染，极其微量的污染即可造成假阳性的产生。污染原因1、标本间交叉污染：标本污染主要有收集标本的容器被污染，或标本放置时，由于密封不严溢于容器外，或容器外粘有标本而造成相互间交叉污染；标本核酸模板在提取过程中，由于吸样枪污染导致标本间污染；有些微生物标本尤其是病毒可随气溶胶或形成气溶胶而扩散，导致彼此间的污染。2、PCR试剂的污染：主要是由于在PCR试剂配制过程中，由于加样枪、容器、双蒸水及其它溶液被PCR核酸模板污染。3、PCR扩增产物污染：这是PCR反应中最主要最常见的污染问题。因为PCR产物拷贝量大（一般为1013拷贝/ml），远远高于PCR检测数个拷贝的极限，所以极微量的PCR产物污染，就可形成假阳性。还有一种容易忽视，最可能造成PCR产物污染的形式是气溶胶污染。在空气与液体面摩擦时就可形成气溶胶，在操作时比较剧烈地摇动反应管，开盖时、吸样时及污染进样枪的反复吸样都可形成气溶胶而污染。据计算一个气溶胶颗粒可含48000拷贝，因而由其造成的污染是一个值得特别重视的问题。4、实验室中克隆质粒的污染：在分子生物学实验室及某些用克隆质粒做阳性对照的检验室，这个问题也比较常见。因为克隆质粒在单位容积内含量相当高，另外在纯化过程中需用较多的用具及试剂，而且在活细胞内的质粒，由于活细胞的生长繁殖的简便性及具有很强的生命力。其污染可能性也很大。污染的监测一个好的实验室，要时刻注意污染的监测，考虑有无污染是什么原因造成的污染，以便采取措施，防止和消除污染。1、阳性对照：在建立PCR反应实验室及一般的检验单位都应设有PCR阳性对照，它是PCR反应是否成功、产物条带位置及大小是否合乎理论要求的一个重要的参考标志。阳性对照要选择扩增度中等、重复性好，经各种鉴定是该产物的标本，如以重组质粒为阳性对照，其含量宜低不宜高（100个拷贝以下）。但阳性对照尤其是重组质粒及高浓度阳性标本，其对检测或扩增样品污染的可能性很大。因而当某一PCR试剂经自己使用稳定，检验人员心中有数时，在以后的实验中可免设阳性对照。2、阴性对照：每次PCR实验务必做阴性对照。它包括：（1）标本对照：被检的标本是血清就用鉴定后的正常血清作对照；被检的标本是组织细胞就用相应的组织细胞作对照。（2）试剂对照：在PCR试剂中不加模板DNA或RNA,进行PCR扩增，以监测试剂是否污染。3、重复性试验。4、选择不同区域的引物进行PCR扩增。参考资料来源：百度百科-DNA的PCR扩增参考资料来源：百度百科-聚合酶链式反应

PCR扩增的基本原理类似于DNA的天然复制过程,其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR是一种体外DNA扩增技术,是在模板DNA、引物和4种脱氧核苷酸存在的条件下,依赖于DNA聚合酶的酶促合反应,将待扩增的DNA片段与其两侧互补的寡核苷酸链引物经“高温变性——低温退火——引物PCR扩增仪延伸”三步反应的多次循环,使DNA片段在数量上呈指数增加,从而在短时间内获得我们所需的大量的特定基因片段。在环境检测中,靶核酸序列往往存在于—个复杂的混合物如细胞提取液中,且含量很低,对于探测这种复杂群体中的特异微生物或某个基因,杂交就显得不敏感。使用PCR技术可将靶序列放大几个数量级,再用探针杂交探测对被扩增序列作定性或定量研究分析微生物群体结构。PCR技术常与其他技术结合起来使用,如RT-PCR、竞争PCR、槽式PCR、RAPf)、ARDRA等。

PCR原理：DNA的半保留复制是生物进化和传代的重要途径。双链DNA在多种酶的作用下可以变性解旋成单链，在DNA聚合酶的参与下，根据碱基互补配对原则复制成同样的两分子拷贝。PCR技术的基本原理类似于DNA的天然复制过程，其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成：①模板DNA的变性：模板DNA经加热至93℃左右一定时间后，使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离，使之成为单链，以便它与引物结合，为下轮反应作准备；②模板DNA与引物的退火（复性）：模板DNA经加热变性成单链后，温度降至55℃左右，引物与模板DNA单链的互补序列配对结合；③引物的延伸：DNA模板--引物结合物在72℃、DNA聚合酶（如TaqDNA聚合酶）的作用下，以dNTP为反应原料，靶序列为模板，按碱基互补配对与半保留复制原理，合成一条新的与模板DNA链互补的半保留复制链。重复循环变性--退火--延伸三过程就可获得更多的“半保留复制链”，而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2～4分钟，2～3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。扩展资料：特异性强 PCR反应的特异性决定因素为：①引物与模板DNA特异正确的结合；②碱基配对原则；③Taq DNA聚合酶合成反应的忠实性；④靶基因的特异性与保守性。其中引物与模板的正确结合是关键。引物与模板的结合及引物链的延伸是遵循碱基配对原则的。聚合酶合成反应的忠实性及Taq DNA聚合酶耐高温性，使反应中模板与引物的结合(复性)可以在较高的温度下进行，结合的特异性大大增加，被扩增的靶基因片段也就能保持很高的正确度。再通过选择特异性和保守性高的靶基因区，其特异性程度就更高。灵敏度高 PCR产物的生成量是以指数方式增加的，能将皮克(pg=10-12g)量级的起始待测模板扩增到微克(ug=10-6g)水平。能从100万个细胞中检出一个靶细胞；在病毒的检测中，PCR的灵敏度可达3个RFU(空斑形成单位)；在细菌学中最小检出率为3个细菌。PCR反应的延伸温度一般选择在70～75℃之间，常用温度为72℃，过高的延伸温度不利于引物和模板的结合。PCR延伸反应的时间，可根据待扩增片段的长度而定，一般1Kb以内的DNA片段，延伸时间1min是足够 的。3～4kb的靶序列需3～4min；扩增10Kb需延伸至15min。延伸进间过长会导致非特异性扩增带的出现。对低浓度模板的扩增，延伸时间要稍长些。循环次数 循环次数决定PCR扩增程度。PCR循环次数主要取决于模板DNA的浓度。一般的循环次数选在30～40次之间，循环次数越多，非特异性产物的量亦随之增多。参考资料：百度百科——PCR扩增

PCR技术是模拟体内DNA的天然复制过程，在体外扩增DNA分子的一种分子生物学技术，主要用于扩增位于两段已知序列之间的DNA区段。在待扩增的DNA片段两侧和与其两侧互补的两个寡核苷酸引物，经变性、退火和延伸若干个循环后，DNA扩增2u207f倍。PCR的每个循环过程包括高温变性、低温退火、中温延伸三个不同的事件：（①变性：加热使模板DNA在高温下（94℃左右）双链间的氢键断裂而形成两条单链；②退火；使溶液温度降至50~60℃，模板DNA与引物按碱基配对原则互补结合。3、延伸：溶液反应温度升至72℃，耐热DNA聚合酶以单链DNA为模板，在引物的引导下，利用反应混合物中的4种脱氧核苷三磷酸（dNTP），按5"一3"方向复制出互补DNA。扩展资料【技术原理】DNA的半保留复制是生物进化和传代的重要途径。双链DNA在多种酶的作用下可以变性解链成单链，在DNA聚合酶与启动子的参与下，根据碱基互补配对原则复制成同样的两分子拷贝。在实验中发现，DNA在高温时也可以发生变性解链，当温度降低后又可以复性成为双链。因此，通过温度变化控制DNA的变性和复性，并设计引物做启动子，加入DNA聚合酶、dNTP就可以完成特定基因的体外复制。但是，DNA聚合酶在高温时会失活，因此，每次循环都得加入新的DNA聚合酶，不仅操作烦琐，而且价格昂贵，制约了PCR技术的应用和发展。发现耐热DNA聚合同酶--Taq酶对于PCR的应用有里程碑的意义，该酶可以耐受90℃以上的高温而不失活，不需要每个循环加酶，使PCR技术变得非常简捷、同时也大大降低了成本，PCR技术得以大量应用，并逐步应用于临床。【工作原理】类似于DNA的天然复制过程，其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性--退火（复性）--延伸三个基本反应步骤构成：①模板DNA的变性：模板DNA经加热至90~95℃一定时间后，使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离，使之成为单链，以便它与引物结合，为下轮反应作准备。②模板DNA与引物的退火（复性）：模板DNA经加热变性成单链后，温度降至50~60℃，引物与模板DNA单链的互补序列配对结合。③引物的延伸：DNA模板--引物结合物在DNA聚合酶的作用下，于70~75℃，以dNTP为反应原料，靶序列为模板，按碱基配对与半保留复制原理，合成一条新的与模板DNA链互补的半保留复制链重复循环变性--退火--延伸三过程，就可获得更多的“半保留复制链”。而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2～4分钟，2～3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。【工作步骤】标准的PCR过程分为三步：1.DNA变性（90℃-96℃）：双链DNA模板在热作用下，氢键断裂，形成单链DNA2.退火（复性）（40℃-65℃）：系统温度降低，引物与DNA模板结合，形成局部双链。3.延伸（68℃-75℃）：在Taq酶（在72℃左右最佳的活性）的作用下，以dNTP为原料，从引物的5′端→3′ 端延伸，合成与模板互补的DNA链。每一循环经过变性、退火和延伸，DNA含量既增加一倍。现在有些PCR因为扩增区很短，即使Taq酶活性不是最佳也能在很短的时间内复制完成，因此可以改为两步法，即退火和延伸同时在60℃-65℃间进行，以减少一次升降温过程，提高了反应速度。参考资料来源：百度百科-PCR技术

PCR技术的基本原理 类似于DNA的天然复制过程，其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成：①模板DNA的变性：模板DNA经加热至93℃左右一定时间后，使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离，使之成为单链，以便它与引物结合，为下轮反应作准备；②模板DNA与引物的退火(复性)：模板DNA经加热变性成单链后，温度降至55℃左右，引物与模板DNA单链的互补序列配对结合；③引物的延伸：DNA模板--引物结合物在TaqDNA聚合酶的作用下，以dNTP为反应原料，靶序列为模板，按碱基配对与半保留复制原理，合成一条新的与模板DNA 链互补的半保留复制链重复循环变性--退火--延伸三过程，就可获得更多的“半保留复制链”，而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2～4分钟， 2～3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍

DNA双链复制原理

pcr技术的基本原理：该技术是在模板dna、引物和四种脱氧核糖核苷酸存在下，依赖于dna聚合酶的酶促合成反应。dna聚合酶以单链dna为模板，借助一小段双链dna来启动合成，通过一个或两个人工合成的寡核苷酸引物与单链dna模板中的一段互补序列结合

一、基本原理：PCR技术的基本原理类似于DNA的天然复制过程，其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。DNA的半保留复制是生物进化和传代的重要途径。双链DNA在多种酶的作用下可以变性解旋成单链，在DNA聚合酶的参与下，根据碱基互补配对原则复制成同样的两分子拷贝。在实验中发现，DNA在高温时也可以发生变性解链，当温度降低后又可以复性成为双链。因此，通过温度变化控制DNA的变性和复性，加入设计引物，DNA聚合酶、dNTP就可以完成特定基因的体外复制。二、PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成：1、模板DNA的变性：模板DNA经加热至93℃左右一定时间后，使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离，使之成为单链，以便它与引物结合，为下轮反应作准备。2、模板DNA与引物的退火（复性）：模板DNA经加热变性成单链后，温度降至55℃左右，引物与模板DNA单链的互补序列配对结合。3、引物的延伸：DNA模板--引物结合物在72℃、DNA聚合酶（如TaqDNA聚合酶）的作用下，以dNTP为反应原料，靶序列为模板，按碱基互补配对与半保留复制原理，合成一条新的与模板DNA链互补的半保留复制链。重复循环变性--退火--延伸三过程就可获得更多的“半保留复制链”，而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2～4分钟，2～3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。扩展资料：在实践中，聚合酶链式反应（PCR）可以因各种原因而失败，部分原因是由于其对于污染的敏感性，导致扩增错误的DNA产物。正因为如此，人们已经开发了一些技术和步骤来优化聚合酶链式反应条件。将聚合酶链式反应前的混合物与潜在DNA污染物分开的实验室方案和流程解决了外源DNA的污染问题。这通常包括从用于分析的区域分理出聚合酶链式反应的设定区域或者说聚合酶链式反应产物的纯化，一次性塑料制品的使用，及对反应装置之间的工作台面彻底清洁。引物的设计技术在改善聚合酶链式反应产物产率和避免杂产物的形成是很重要的。替代缓冲成分和聚合酶的使用有助于较长或存在其他问题的DNA区域的扩增。在缓冲体系中加入试剂，如甲酰胺，或会增加聚合酶链式反应的特异性和产量。可以利用计算机模拟理论聚合酶链式反应结果（电子聚合酶链式反应），以协助在引物设计。参考资料来源：百度百科-聚合酶链式反应

是已知目的基因的脱氧核苷酸序列~~~

PCR（聚合酶链反应）是一种常用的分子生物学技术，用于扩增DNA片段。它基于DNA的复制原理，通过酶的作用在体外模拟DNA复制过程。PCR的步骤包括变性、退火和延伸。首先，将DNA加热使其变性，使双链分离为单链。然后，降温使引物与DNA单链结合，形成DNA引物复合物。最后，加入DNA聚合酶和碱基，使DNA链延伸，并重复这个循环多次，每次都将DNA复制一倍。通过PCR，可以在几小时内从少量DNA扩增成大量DNA，以便进行进一步的研究。

program control register 程序控制暂存器

1.PCR技术基本原理：PCR技术的基本原理类似于DNA的天然复制过程，其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。2.PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成：①模板DNA的变性：模板DNA经加热至93℃左右一定时间后，使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离，使之成为单链，以便它与引物结合，为下轮反应作准备；②模板DNA与引物的退火(复性)：模板DNA经加热变性成单链后，温度降至55℃左右，引物与模板DNA单链的互补序列配对结合；③引物的延伸：DNA模板--引物结合物在TaqDNA聚合酶的作用下，以dNTP为反应原料，靶序列为模板，按碱基配对与半保留复制原理，合成一条新的与模板DNA链互补的半保留复制链重复循环变性--退火--延伸三过程，就可获得更多的“半保留复制链”，而且这种新链又可成为下次循环的模板。3.PCR反应条件为温度、时间和循环次数。4.PCR的特点：特异性强。对标本的纯度要求低。灵敏度高。5.PCR反应的特异性决定因素为：①引物与模板DNA特异正确的结合；②碱基配对原则；③TaqDNA聚合酶合成反应的忠实性；④靶基因的特异性与保守性。

无明显同源性。 引物量： 每条引物的浓度0.1～1umol或10～100pmol，以最低引物量产生所需要的结果为好，引物浓度偏高会引起错配和非特异性扩增，且可增加引物之间形成二聚体的机会。 酶及其浓度 目前有两种Taq DNA聚合酶供应， 一种是从栖热水生杆菌中提纯的天然酶，另一种为大肠菌合成的基因工程酶。催化一典型的PCR反应约需酶量2.5U(指总反应体积为100ul时)，浓度过高可引起非特异性扩增，浓度过低则合成产物量减少。 dNTP的质量与浓度 dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系，dNTP粉呈颗粒状，如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸性，使用时应配成高浓度后，以1M NaOH或1M Tris。HCL的缓冲液将其PH调节到7.0～7.5，小量分装， -20℃冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中，dNTP应为50～200umol/L，尤其是注意4种dNTP的浓度要相等( 等摩尔配制)，如其中任何一种浓度不同于其它几种时(偏高或偏低)，就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合，使游离的Mg2+浓度降低。 模板(靶基因)核酸 模板核酸的量与纯化程度，是PCR成败与否的关键环节之一，传统的DNA纯化方法通常采用SDS和蛋白酶K来消化处理标本。 SDS的主要功能是： 溶解细胞膜上的脂类与蛋白质，因而溶解膜蛋白而破坏细胞膜，并解离细胞中的核蛋白，SDS 还能与蛋白质结合而沉淀；蛋白酶K能水解消化蛋白质，特别是与DNA结合的组蛋白，再用有机溶剂酚与氯仿抽提掉蛋白质和其它细胞组份，用乙醇或异丙醇沉淀 核酸。提取的核酸即可作为模板用于PCR反应。一般临床检测标本，可采用快速简便的方法溶解细胞，裂解病原体，消化除去染色体的蛋白质使靶基因游离，直接 用于PCR扩增。RNA模板提取一般采用异硫氰酸胍或蛋白酶K法，要防止RNase降解RNA。 Mg2+浓度 Mg2+对PCR扩增的特异性和产量有显著的影响，在一般的PCR反应中，各种dNTP浓度为200umol/L时，Mg2+浓度为1.5～2.0mmol/L为宜。Mg2+浓度过高，反应特异性降低，出现非特异扩增，浓度过低会降低Taq DNA聚合酶的活性，使反应产物减少。 PCR反应条件的选择 PCR反应条件为温度、时间和循环次数。 温度与时间的设置： 基于PCR原理三步骤而设置变性-退火-延伸三个温度点。在标准反应中采用三温度点法，双链DNA在90～95℃变性，再迅速冷却至40 ～60℃，引物退火并结合到靶序列上，然后快速升温至70～75℃，在Taq DNA 聚合酶的作用下，使引物链沿模板延伸。对于较短靶基因(长度为100～300bp时)可采用二温度点法， 除变性温度外、退火与延伸温度可合二为一，一般采用94℃变性，65℃左右退火与延伸(此温度Taq DNA酶仍有较高的催化活性)。 ①变性温度与时间：变性温度低，解链不完全是导致PCR失败的最主要原因。一般情况下，93℃～94℃lmin足以使模板DNA变性，若低于93℃则 需延长时间，但温度不能过高，因为高温环境对酶的活性有影响。此步若不能使靶基因模板或PCR产物完全变性，就会导致PCR失败。 ②退火(复性)温度与时间：退火温度是影响PCR特异性的较重要因素。变性后温度快速冷却至40℃～60℃，可使引物和模板发生结合。由于模板DNA 比引物复杂得多，引物和模板之间的碰撞结合机会远远高于模板互补链之间的碰撞。退火温度与时间，取决于引物的长度、碱基组成及其浓度，还有靶基序列的长 度。对于20个核苷酸，G+C含量约50%的引物，55℃为选择最适退火温度的起点较为理想。引物的复性温度可通过以下公式帮助选择合适的温度： Tm值(解链温度)=4(G+C)＋2(A+T) 复性温度=Tm值-(5～10℃) 在Tm值允许范围内， 选择较高的复性温度可大大减少引物和模板间的非特异性结合，提高PCR反应的特异性。复性时间一般为30～60sec，足以使引物与模板之间完全结合。 ③延伸温度与时间：Taq DNA聚合酶的生物学活性： 70～80℃ 150核苷酸/S/酶分子 70℃ 60核苷酸/S/酶分子 55℃ 24核苷酸/S/酶分子 高于90℃时， DNA合成几乎不能进行。 PCR反应的延伸温度一般选择在70～75℃之间，常用温度为72℃，过高的延伸温度不利于引物和模板的结合。PCR延伸反应的时间，可根据待扩增片段的长度而定，一般1Kb以内的DNA片段，延伸时间1min是足够 的。3～4kb的靶序列需3～4min；扩增10Kb需延伸至15min。延伸进间过长会导致非特异性扩增带的出现。对低浓度模板的扩增，延伸时间要稍长些。 循环次数 循环次数决定PCR扩增程度。PCR循环次数主要取决于模板DNA的浓度。一般的循环次数选在30～40次之间，循环次数越多，非特异性产物的量亦随之增多。 PCR反应特点 特异性强 PCR反应的特异性决定因素为： ①引物与模板DNA特异正确的结合； ②碱基配对原则； ③Taq DNA聚合酶合成反应的忠实性； ④靶基因的特异性与保守性。 其中引物与模板的正确结合是关键。引物与模板的结合及引物链的延伸是遵循碱基配对原则的。聚合酶合成反应的忠实性及Taq DNA聚合酶耐高温性，使反应中模板与引物的结合(复性)可以在较高的温度下进行，结合的特异性大大增加，被扩增的靶基因片段也就能保持很高的正确度。再通过选择特异性和保守性高的靶基因区，其特异性程度就更高。 灵敏度高 PCR产物的生成量是以指数方式增加的，能将皮克(pg=10-12g)量级的起始待测模板扩增到微克(ug=10-6g)水平。能从100万个细胞中检出一个靶细胞；在病毒的检测中，PCR的灵敏度可达3个RFU(空斑形成单位)；在细菌学中最小检出率为3个细菌。 简便、快速 PCR反应用耐高温的Taq DNA聚合酶，一次性地将反应液加好后，即在DNA扩增液和水浴锅上进行变性-退火-延伸反应，一般在2～4 小时完成扩增反应。扩增产物一般用电泳分析，不一定要用同位素，无放射性污染、易推广。 对标本的纯度要求低 不需要分离病毒或细菌及培养细胞，DNA 粗制品及总RNA均可作为扩增模板。可直接用临床标本如血液、体腔液、洗嗽液、毛发、细胞、活组织等粗制的DNA扩增检测。 PCR扩增产物分析 PCR产物是否为特异性扩增 ，其结果是否准确可靠，必须对其进行严格的分析与鉴定，才能得出正确的结论。PCR产物的分析，可依据研究对象和目的不同而采用不同的分析方法。 凝胶电泳分析：PCR产物电泳，EB溴乙锭染色紫外仪下观察，初步判断产物的特异性。PCR产物片段的大小应与预计的一致，特别是多重PCR，应用多对引物，其产物片断都应符合预讦的大小，这是起码条件。 琼脂糖凝胶电泳： 通常应用1～2%的琼脂糖凝胶，供检测用。 聚丙烯酰胺凝胶电泳：6～10%聚丙烯酰胺凝胶电泳分离效果比琼脂糖好，条带比较集中，可用于科研及检测分析。 酶切分析：根据PCR产物中限制性内切酶的位点，用相应的酶切、电泳分离后，获得符合理论的片段，此法既能进行产物的鉴定，又能对靶基因分型，还能进行变异性研究。 分子杂交：分子杂交是检测PCR产物特异性的有力证据，也是检测PCR 产物碱基突变的有效方法。 Southern印迹杂交： 在两引物之间另合成一条寡核苷酸链(内部寡核苷酸)标记后做探针，与PCR产物杂交。此法既可作特异性鉴定，又可以提高检测PCR产物的灵敏度，还可知其分子量及条带形状，主要用于科研。 斑点杂交： 将PCR产物点在硝酸纤维素膜或尼膜薄膜上，再用内部寡核苷酸探针杂交，观察有无着色斑点，主要用于PCR产物特异性鉴定及变异分析。 核酸序列分析：是检测PCR产物特异性的最可

因为里面有空气，空气里的水分遇冷就结冰了。

PCR产物的电泳检测时间 一般为48h以内，有些最好于当日电泳检测，大于48h后带型不规则甚致消失。 假阴性，不出现扩增条带 PCR反应的关键环节有①模板核酸的制备，②引物的质量与特异性，③酶的质量及， ④PCR循环条件。寻找原因亦应针对上述环节进行分析研究。 模板：①模板中含有杂蛋白质，②模板中含有Taq酶抑制剂，③模板中蛋白质没有消 化除净，特别是染色体中的组蛋白，④在提取制备模板时丢失过多，或吸入酚。⑤模 板核酸变性不彻底。在酶和引物质量好时，不出现扩增带，极有可能是标本的消化处 理，模板核酸提取过程出了毛病，因而要配制有效而稳定的消化处理液，其程序亦应 固定不宜随意更改。 酶失活：需更换新酶，或新旧两种酶同时使用，以分析是否因酶的活性丧失或不够而 导致假阴性。需注意的是有时忘加Taq酶或溴乙锭。 引物：引物质量、引物的浓度、两条引物的浓度是否对称，是PCR失败或扩增条带不 理想、容易弥散的常见原因。有些批号的引物合成质量有问题，两条引物一条浓度 高，一条浓度低，造成低效率的不对称扩增，对策为：①选定一个好的引物合成单 位。②引物的浓度不仅要看OD值，更要注重引物原液做琼脂糖凝胶电泳，一定要有 引物条带出现，而且两引物带的亮度应大体一致，如一条引物有条带，一条引物无条 带，此时做PCR有可能失败，应和引物合成单位协商解决。如一条引物亮度高，一条 亮度低，在稀释引物时要平衡其浓度。③引物应高浓度小量分装保存，防止多次冻融 或长期放冰箱冷藏部分，导致引物变质降解失效。④引物设计不合理，如引物长度不 够，引物之间形成二聚体等。 Mg2+浓度：Mg2+离子浓度对PCR扩增效率影响很大，浓度过高可降低PCR扩增的特 异性，浓度过低则影响PCR扩增产量甚至使PCR扩增失败而不出扩增条带。 反应体积的改变：通常进行PCR扩增采用的体积为20ul、30ul、50ul。或100ul，应用多 大体积进行PCR扩增，是根据科研和临床检测不同目的而设定，在做小体积如20ul 后，再做大体积时，一定要模索条件，否则容易失败。 物理原因：变性对PCR扩增来说相当重要，如变性温度低，变性时间短，极有可能出 现假阴性;退火温度过低，可致非特异性扩增而降低特异性扩增效率退火温度过高影 响引物与模板的结合而降低PCR扩增效率。有时还有必要用标准的温度计，检测一下 扩增仪或水溶锅内的变性、退火和延伸温度，这也是PCR失败的原因之一。 靶序列变异：如靶序列发生突变或缺失，影响引物与模板特异性结合，或因靶序列某 段缺失使引物与模板失去互补序列，其PCR扩增是不会成功的。 假阳性 出现的PCR扩增条带与目的靶序列条带一致，有时其条带更整齐，亮度更高。 引物设计不合适：选择的扩增序列与非目的扩增序列有同源性，因而在进行PCR扩增 时，扩增出的PCR产物为非目的性的序列。靶序列太短或引物太短，容易出现假阳 性。需重新设计引物。 靶序列或扩增产物的交叉污染：这种污染有两种原因：一是整个基因组或大片段的交 叉污染，导致假阳性。这种假阳性可用以下方法解决：①操作时应小心轻柔，防止 将靶序列吸入加样枪内或溅出离心管外。②除酶及不能耐高温的物质外，所有试剂或 器材均应高压消毒。所用离心管及样进枪头等均应一次性使用。③必要时，在加标本 前，反应管和试剂用紫外线照射，以破坏存在的核酸。二是空气中的小片段核酸污 染，这些小片段比靶序列短，但有一定的同源性。可互相拼接，与引物互补后，可扩 增出PCR产物，而导致假阳性的产生，可用巢式PCR方法来减轻或消除。 出现非特异性扩增带 PCR扩增后出现的条带与预计的大小不一致，或大或小，或者同时出现特异性扩增带 与非特异性扩增带。非特异性条带的出现，其原因：一是引物与靶序列不完全互补、 或引物聚合形成二聚体。二是Mg2+离子浓度过高、退火温度过低，及PCR循环次数 过多有关。其次是酶的质和量，往往一些来源的酶易出现非特异条带而另一来源的酶 则不出现，酶量过多有时也会出现非特异性扩增。其对策有：①必要时重新设计引 物。②减低酶量或调换另一来源的酶。③降低引物量，适当增加模板量，减少循环次 数。④适当提高退火温度或采用二温度点法(93℃变性，65℃左右退火与延伸)。 出现片状拖带或涂抹带 PCR扩增有时出现涂抹带或片状带或地毯样带。其原因往往由于酶量过多或酶的质量 差，dNTP浓度过高，Mg2+浓度过高，退火温度过低，循环次数过多引起。其对策有：①减少酶量，或调换另一来源的酶。②减少dNTP的浓度。③适当降低Mg2+浓 度。④增加模板量，减少循环次数。 克隆PCR产物的最优条件是什么？ 最佳插入片段：载体比需实验确定。1：1（插入片段：载体）常为最佳比，摩尔数比1：8或8：1也行。应测定比值范围。连接用5ul 2X连接液, 50ng质粒DNA,1Weiss单位的T4连接酶，插入片段共10ul。室温保温1小时，或4oC过夜。在这2种温度下，缺T-凸出端的载体会自连，产生蓝斑。室温保温1小时能满足大多数克隆要求，为提高连接效率，需4oC过夜。 PCR产物是否需要用凝胶纯化？ 如凝胶分析扩增产物只有一条带，不需要用凝胶纯化。如可见其他杂带，可能是积累了大量引物的二聚体。少量的引物二聚体的摩尔数也很高，这会产生高比例的带有引物二聚体的克隆，而非目的插入片段。为此需在克隆前做凝胶纯化。 如果没有回收到目的片段，还需要作什么对照实验？ A）涂布未转化的感受态细胞。如有菌落，表明氨苄失效，或污染上带有氨苄抗型的质粒，或产生氨苄抗型的菌落。 B）转化完整质粒，计算菌落生长数，测定转化效率。例如，将1ug/ul质粒1:100稀释,1ul用于100ul感受态细胞转化。用SOC稀释到1000ul后，用100ul铺板。培养过夜，产生1000个菌落。转化率为： 产生菌落的总数/铺板DNA的总量。铺板DNA的总量是转化反应所用的量除以稀释倍数。具体而言转化用10ng DNA，用SOC稀释到1000u后含10 ng DNA，用1/10铺板，共用1 ng DNA。转化率为：1000克隆X10（3次方） ng /铺板1 ng DNA ug=10（6次方）cfu/ ug转化pGEM-T应用10（8次方）cfu/ ug感受态细胞如没有菌落或少有菌落，感受态细胞的转化率太低。 C）如用pGEM-T正对照，或PCR产物，产生>20-40蓝斑（用指定步骤10（8次方）cfu/ ug感受态细胞），表明载体失去T。可能是连接酶污染了核酸酶。T4 DNA连接酶（M1801，M1804，M1794）质量标准好无核酸酶污染，不应用其它来源的T4 DNA连接酶替换。 D）用pGEM-T或pGEM-T Easy载体，连接pGEM-T正对照，转化高频率感受态细胞（10（8次方）cfu/ug）,按照指定的实验步骤，可得100个菌落，其中60%应为白斑，如产生>20-40蓝斑, 没有菌落或少有菌落，连接有问题。 对照实验结果好，却没有回收到目的片段，实验出了什么问题？ A）连接用室温保温1小时，能满足大多数克隆，为提高效率，需4oC过夜。 B）插入片段带有污染，使3`-T缺失，或抑制连接，抑制转化。为此，将插入片段和pGEM-T正对照混合，再连接。如降低了对照的菌落数，插入片段需纯化，或重新制备。如产生大量的蓝斑，插入片段污染有核酸酶，使pGEM-T或pGEM-T Easy载体3`-T缺失。 C）插入片段不适于连接。用凝胶纯化的插入片段，因受UV过度照射，时有发生。UV过度照射会产生嘧啶二聚体，不利于连接，DNA必需重新纯化。 D）带有修复功能的耐热DNA聚合酶的扩增产物末端无A，后者是pGEM-T或pGEM-T Easy载体克隆所需。加Taq DNA聚合酶和核苷酸可在末端加A。详情查pGEM-T pGEM-T Easy载体技术资料（TM042）。 E）高度重复序列可能会不稳定，在扩增中产生缺失和重排，如发现插入片段高频率地产生缺失和重排，需用重组缺陷大肠杆菌菌株，如SURE细胞

引物为聚合酶提供指导，聚合酶直接合成DNA。

博凌科为的产品都挺好的，很多实验室都在用，这个品牌挺值得信赖的！■ 显著提高PCR 反应的特异性和灵敏度，还能有效扩增GC 含量高、二级结构等复杂模板。最低可扩增2 个拷贝的目的模板，使实验结果更加精确。■ 独创的Taq MasterMix 配方使整个反应体系非常稳定，多次冻融或长期放于4℃亦不会影响活性。■ 稳定高效预配好的PCR 混合液快速简便，大大降低劳动强度和取样误差，而且加入了高性能的PCR 增强剂和优化剂，降低了对PCR 条件的要求。■ 分成含染料和不含染料两种体系。含染料的MasterMix 产品在PCR结束后可以直接电泳，无需加入上样缓冲液。质量控制检测经检测无外源核酸酶活性；PCR 方法检测无宿主DNA残留；能有效地扩增人基因组中的单拷贝基因；室温存放一周，无明显活性改变。产品稳定性一管便捷式PCR MasterMix系列所有产品在-20℃条件下可保存一年以上，多次冻融或长期放于4℃不影响活性。4℃放置三个月，无明显活性改变。保存条件: -20℃可长期保存，多次冻融不会影响活性。如需经常使用，可存放于4℃

会生成粘性末端

Taq聚合酶是一种耐热的DNA聚合酶, Taq聚合酶的缺点之一为催化DNA合成时的相对低保真性. 它缺乏3"→5"核酸外切酶的即时校正机制,出错率为1/9000. 不过PCR的反应都是在冰上进行的, Taq聚合酶也是比较容易降解的,是最后一步加入的.

楼上第一点：不赞同，PCR的酶是比较稳定的，过去的酶，没有热启动功能，先加会导致非特异扩增或更多引物二聚体，后加是尽量保证扩增的是目的片段和更少的二聚体，现在的基本都有热启动功能所以无所谓了第二点：认同，其他常用的解释是便宜的加错无所谓。

Taq DNA聚合酶是第一个被发现的耐高温DNA聚合酶

无明显同源性。 引物量： 每条引物的浓度0.1～1umol或10～100pmol，以最低引物量产生所需要的结果为好，引物浓度偏高会引起错配和非特异性扩增，且可增加引物之间形成二聚体的机会。 酶及其浓度 目前有两种Taq DNA聚合酶供应， 一种是从栖热水生杆菌中提纯的天然酶，另一种为大肠菌合成的基因工程酶。催化一典型的PCR反应约需酶量2.5U(指总反应体积为100ul时)，浓度过高可引起非特异性扩增，浓度过低则合成产物量减少。 dNTP的质量与浓度 dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系，dNTP粉呈颗粒状，如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸性，使用时应配成高浓度后，以1M NaOH或1M Tris。HCL的缓冲液将其PH调节到7.0～7.5，小量分装， -20℃冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中，dNTP应为50～200umol/L，尤其是注意4种dNTP的浓度要相等( 等摩尔配制)，如其中任何一种浓度不同于其它几种时(偏高或偏低)，就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合，使游离的Mg2+浓度降低。 模板(靶基因)核酸 模板核酸的量与纯化程度，是PCR成败与否的关键环节之一，传统的DNA纯化方法通常采用SDS和蛋白酶K来消化处理标本。 SDS的主要功能是： 溶解细胞膜上的脂类与蛋白质，因而溶解膜蛋白而破坏细胞膜，并解离细胞中的核蛋白，SDS 还能与蛋白质结合而沉淀；蛋白酶K能水解消化蛋白质，特别是与DNA结合的组蛋白，再用有机溶剂酚与氯仿抽提掉蛋白质和其它细胞组份，用乙醇或异丙醇沉淀 核酸。提取的核酸即可作为模板用于PCR反应。一般临床检测标本，可采用快速简便的方法溶解细胞，裂解病原体，消化除去染色体的蛋白质使靶基因游离，直接 用于PCR扩增。RNA模板提取一般采用异硫氰酸胍或蛋白酶K法，要防止RNase降解RNA。 Mg2+浓度 Mg2+对PCR扩增的特异性和产量有显著的影响，在一般的PCR反应中，各种dNTP浓度为200umol/L时，Mg2+浓度为1.5～2.0mmol/L为宜。Mg2+浓度过高，反应特异性降低，出现非特异扩增，浓度过低会降低Taq DNA聚合酶的活性，使反应产物减少。 PCR反应条件的选择 PCR反应条件为温度、时间和循环次数。 温度与时间的设置： 基于PCR原理三步骤而设置变性-退火-延伸三个温度点。在标准反应中采用三温度点法，双链DNA在90～95℃变性，再迅速冷却至40 ～60℃，引物退火并结合到靶序列上，然后快速升温至70～75℃，在Taq DNA 聚合酶的作用下，使引物链沿模板延伸。对于较短靶基因(长度为100～300bp时)可采用二温度点法， 除变性温度外、退火与延伸温度可合二为一，一般采用94℃变性，65℃左右退火与延伸(此温度Taq DNA酶仍有较高的催化活性)。 ①变性温度与时间：变性温度低，解链不完全是导致PCR失败的最主要原因。一般情况下，93℃～94℃lmin足以使模板DNA变性，若低于93℃则 需延长时间，但温度不能过高，因为高温环境对酶的活性有影响。此步若不能使靶基因模板或PCR产物完全变性，就会导致PCR失败。 ②退火(复性)温度与时间：退火温度是影响PCR特异性的较重要因素。变性后温度快速冷却至40℃～60℃，可使引物和模板发生结合。由于模板DNA 比引物复杂得多，引物和模板之间的碰撞结合机会远远高于模板互补链之间的碰撞。退火温度与时间，取决于引物的长度、碱基组成及其浓度，还有靶基序列的长 度。对于20个核苷酸，G+C含量约50%的引物，55℃为选择最适退火温度的起点较为理想。引物的复性温度可通过以下公式帮助选择合适的温度： Tm值(解链温度)=4(G+C)＋2(A+T) 复性温度=Tm值-(5～10℃) 在Tm值允许范围内， 选择较高的复性温度可大大减少引物和模板间的非特异性结合，提高PCR反应的特异性。复性时间一般为30～60sec，足以使引物与模板之间完全结合。 ③延伸温度与时间：Taq DNA聚合酶的生物学活性： 70～80℃ 150核苷酸/S/酶分子 70℃ 60核苷酸/S/酶分子 55℃ 24核苷酸/S/酶分子 高于90℃时， DNA合成几乎不能进行。 PCR反应的延伸温度一般选择在70～75℃之间，常用温度为72℃，过高的延伸温度不利于引物和模板的结合。PCR延伸反应的时间，可根据待扩增片段的长度而定，一般1Kb以内的DNA片段，延伸时间1min是足够 的。3～4kb的靶序列需3～4min；扩增10Kb需延伸至15min。延伸进间过长会导致非特异性扩增带的出现。对低浓度模板的扩增，延伸时间要稍长些。 循环次数 循环次数决定PCR扩增程度。PCR循环次数主要取决于模板DNA的浓度。一般的循环次数选在30～40次之间，循环次数越多，非特异性产物的量亦随之增多。 PCR反应特点 特异性强 PCR反应的特异性决定因素为： ①引物与模板DNA特异正确的结合； ②碱基配对原则； ③Taq DNA聚合酶合成反应的忠实性； ④靶基因的特异性与保守性。 其中引物与模板的正确结合是关键。引物与模板的结合及引物链的延伸是遵循碱基配对原则的。聚合酶合成反应的忠实性及Taq DNA聚合酶耐高温性，使反应中模板与引物的结合(复性)可以在较高的温度下进行，结合的特异性大大增加，被扩增的靶基因片段也就能保持很高的正确度。再通过选择特异性和保守性高的靶基因区，其特异性程度就更高。 灵敏度高 PCR产物的生成量是以指数方式增加的，能将皮克(pg=10-12g)量级的起始待测模板扩增到微克(ug=10-6g)水平。能从100万个细胞中检出一个靶细胞；在病毒的检测中，PCR的灵敏度可达3个RFU(空斑形成单位)；在细菌学中最小检出率为3个细菌。 简便、快速 PCR反应用耐高温的Taq DNA聚合酶，一次性地将反应液加好后，即在DNA扩增液和水浴锅上进行变性-退火-延伸反应，一般在2～4 小时完成扩增反应。扩增产物一般用电泳分析，不一定要用同位素，无放射性污染、易推广。 对标本的纯度要求低 不需要分离病毒或细菌及培养细胞，DNA 粗制品及总RNA均可作为扩增模板。可直接用临床标本如血液、体腔液、洗嗽液、毛发、细胞、活组织等粗制的DNA扩增检测。 PCR扩增产物分析 PCR产物是否为特异性扩增 ，其结果是否准确可靠，必须对其进行严格的分析与鉴定，才能得出正确的结论。PCR产物的分析，可依据研究对象和目的不同而采用不同的分析方法。 凝胶电泳分析：PCR产物电泳，EB溴乙锭染色紫外仪下观察，初步判断产物的特异性。PCR产物片段的大小应与预计的一致，特别是多重PCR，应用多对引物，其产物片断都应符合预讦的大小，这是起码条件。 琼脂糖凝胶电泳： 通常应用1～2%的琼脂糖凝胶，供检测用。 聚丙烯酰胺凝胶电泳：6～10%聚丙烯酰胺凝胶电泳分离效果比琼脂糖好，条带比较集中，可用于科研及检测分析。 酶切分析：根据PCR产物中限制性内切酶的位点，用相应的酶切、电泳分离后，获得符合理论的片段，此法既能进行产物的鉴定，又能对靶基因分型，还能进行变异性研究。 分子杂交：分子杂交是检测PCR产物特异性的有力证据，也是检测PCR 产物碱基突变的有效方法。 Southern印迹杂交： 在两引物之间另合成一条寡核苷酸链(内部寡核苷酸)标记后做探针，与PCR产物杂交。此法既可作特异性鉴定，又可以提高检测PCR产物的灵敏度，还可知其分子量及条带形状，主要用于科研。 斑点杂交： 将PCR产物点在硝酸纤维素膜或尼膜薄膜上，再用内部寡核苷酸探针杂交，观察有无着色斑点，主要用于PCR产物特异性鉴定及变异分析。 核酸序列分析：是检测PCR产物特异性的最可

----Taq DNA聚合酶 在 PCR 反应中，毫无疑问的DNA聚合酶是最关键的因素。PCR最初使用的DNA聚合酶是大肠杆菌DNA聚合酶 I的Klenow片段。但该酶存在很多缺陷，使之不能广为应用，比如：热稳定性差，每次DNA热变性后大部分酶都被灭活，需要重新加入，每个循环都要重新加入；Klenow酶反应温度较低，引物和模板容易形成非特异性配对，产生非特异性扩增。后来人们曾使用过T4DNA聚合酶和T7DNA聚合酶，两者虽使扩增特异性增加，且使DNA合成速度提高了，但是由于其对热的稳定性差而未能广泛应用。直到耐热的DNA聚合酶发现，才使得 PCR 技术得到迅速的发展和广泛的应用。 Taq DNA 聚合酶 是从一种嗜热水生菌Thermus aquaticus YT-1菌株中分离提纯得到的。是1969见从美国黄石国家森林公园火山温泉中分离得到的，它生长在70～75℃极富矿物质的环境中。 Taq DNA 聚合酶 基因全长为2496碱基，编码832个氨基酸，酶蛋白分子量为94KD。该酶在70～75℃时具有最高的生物活性。75～80℃条件下每一个酶蛋白分子每秒可延伸约150个碱基。70℃时，酶分子延伸速率每秒在60个碱基以上。温度降低时，延伸速率明显下降。55℃时为每秒22个碱基，37℃时约每秒1.5个碱基，22℃时约每秒0.25个碱基。当温度超过80℃时，合成速度也明显下降，这可能和引物或引物-模板复合物的稳定性遭到破坏有关。 Taq DNA 聚合酶 具有良好的热稳定性。曾有测试：在92.5℃、95℃、97.5℃下，Taq DNA 聚合酶的生物半衰期分别为130分钟、40分钟和5～6分钟。与大肠杆菌DNA聚合酶I相比较，Taq DNA 聚合酶具有5"→3"聚合酶活性和5"→3"外切酶活性，缺乏3"→5"外切酶活性。因此，在PCR反应中如果发生某些氨基酸的错配，这种酶是没有修正功能的。使用Taq DNA聚合酶的PCR反应出现碱基错配的几率为2.1×10-4左右。 和其他许多聚合酶一样，Taq DNA聚合酶是Mg2+依赖性酶，该酶的催化活性对Mg2+浓度非常敏感。以鲑鱼精子DNA为模板，dNTP的浓度为0.7～0.8 mmol/L时，用不同浓度Mg2+进行PCR反应10min，测定结果为MgCl2浓度在2.0 mmol/L时该酶催化活性最高，此浓度能最大限度地激活Taq DNA聚合酶的活性，Mg2+过高就抑制酶活性，当MgCl2浓度在10 mmol/L时可抑制40～50%的酶活性。由于Mg2+能与dNTP结合而影响PCR反应液中游离的Mg2+浓度，因而MgCl2的浓度在不同的反应体系中应适当调整。一般反应中Mg2+浓度至少应比dNTP总浓度高0.5～1.0mmol/L。另外适当浓度的KCl能使Taq DNA聚合酶的催化活性提高50～60%，其最适浓度为50mmol/L，高于75mmol/L时明显抑制该酶的活性。

为了确认在白斑里面确实是插入了目标片段。因为有的时候，可能插入的是非特异片段，所以筛完再确认一下。不然其他片段插进去，也是白斑，后续做实验就白做了。当然菌液PCR也不是最准确的，最后还是需要测序的。

--蓝白斑筛选过程中,T载体:DNA=1:4,DNA为PCR纯化产物,--如果是摩尔比没什么问题.其实只要目的片段摩尔数高于载体就会有很好的结果.但是如果产物量太大,则会有不良的效果. 根据你的问题 1：检测纯化产物.出了问题后纯化产物一定要走电泳查看,确认回收效率. 2：连接的产物量不用太大.3000bp的T载体如果用25ng,你的643bp产物用10~30ng足够了,这个量在凝胶上只是明确的条带而已, 3：检测感受态：感受态细胞如果是自己做的,也许会有杂菌.买来的也存在一定的几率.做一个空转对照,确认感受态不会有问题. 4：休克温度：42度即可,没必要45度.45秒没问题,实际上30~90秒都可以,我一般用45秒. 5：连接：4度过夜已经足够,除非你的片段很长. 6：蓝白斑筛选：有可能淡蓝色的蓝斑是你需要的克隆,如果你的克隆浅蓝色的斑很多,更可能是这样.一般效率高的话只有少于10%的蓝斑,效率一般则可能超过半数蓝斑甚至更多. 7：生长速度：关于生长速度你的概念是错误的,数百道数千bp的插入克隆生长速度不会差太多,不可以此作为依据.即使你转纯化的质粒克隆也会不一样大小.但是有插入的克隆会略略慢一点点. 8：再确认一下载体吧.

我觉得浓度应该影响不大，只要保证回收后有DNA就行，建议回收后跑一下胶看看，如果有条带就没问题。在就是看看平板抗性是否正确，感受态是否有问题等。还有就是我们都是16度连接过夜的，长的都很好啊，阳性比例挺高。

你挑的白斑，检测阳性，你凭什么说它是假阳性。提醒你注意一下，白斑是有插入片段的，蓝斑是空载体。

你的问题我都没有搞清楚，你是要从质粒上扩一小段序列出来，还是通过PCR扩增出完整的质粒并在其中引入点突变？

参加PCR反应的物质主要有五种即：引物、酶、dNTP、模板和缓冲液。1、引物有多种设计方法，由PCR在实验中的目的决定，但基本原则相同。PCR所用的酶主要有两种来源：Taq和Pfu，分别来自两种不同的噬热菌。其中Taq扩增效率高但易发生错配。Pfu扩增效率弱但有纠错功能。所以实际使用时根据需要必须做不同的选择。2、酶一般是DNA水解酶和DNA聚合酶，DNA水解酶用于切断磷酸二酯键的酶，这些酶使糖磷酸酯主链上的磷酸二酯键水解。3、模板即扩增用的DNA，可以是任何来源，但有两个原则，第一纯度必须较高，第二浓度不能太高以免抑制4、在PCR反应中,使用低dNTP浓度,可减少非靶位置启动和延伸时的核苷酸错误掺入。一般可根据靶序列的长度和组成来决定最低dNTP浓度。例如在100μl的反应体系中,4种dNTP的浓度为20μmol/L,可基本满足合成2.6μg DNA或10pmol/L的400bp序列。5、缓冲液的成分最为复杂，除水外一般包括四个有效成分：缓冲体系，一般使用HEPES或MOPS缓冲体系；一价阳离子，一般采用钾离子，但在特殊情况下也可使用铵根离子；二价阳离子，即镁离子，根据反应体系确定，除特殊情况外不需调整。参考资料来源：百度百科-聚合酶链式反应参考资料来源：百度百科-dNTP

使用一些高保真的酶，譬如takara的pyrobest，PCR反应结束后不会加A的

为什么这么做？非要这样两步来扩增，可以考虑nest PCR另外，纯化后的第一次PCR产物，稀释1000倍左右后再用作二次扩增的模板

看你的2XPFU是什么形式,如果是mix的形式,一般已经有染料在里面了,可以看到mix的溶液就是蓝色,这样的话,样品可以直接上样的. 但是如果你加的溶液都是透明的,完成后还是需要加loading buffer.普通自己配的loading都是5X的,就按照样品：loading=4:1的比例混合就可以了.

2kb

两者都是DNA聚合酶，区别在于，pfu是高保真DNA聚合酶，即DNA合成时碱基错配率比taq酶低，一般情况，不太长的片段或序列准确度要求不是很严格的用taq酶，对于长片段或序列准确度要求高的用pfu酶。在实际使用中，往往鉴于pfu酶价格比taq酶高，出于节省的目的，两种酶混合使用也可达到提高保真度的效果。

5U/ul，一共250 U/支可以算出一共50ul，加入0.25ul就相当于加入0.25x5U=1.25U。第二个问题我完全不懂意思，正常20ul体系中一般就使用0.5~2个U吧

你分别做阴阳性对照了吗？如果阳性能扩出才说明没有问题。以前能扩出来不代表现在酶没有问题。一般都是Taq能扩出来，pfu反而扩不出，因为后者高保真效率低一些

lilychency说得对。完毕。

酶切位点是你切过之后才是粘性末端 Pfu扩增出来是平末端 所以没法连普通的T载体 不过也有平末端链接的T载体

看你的2XPFU是什么形式，如果是mix的形式，一般已经有染料在里面了，可以看到mix的溶液就是蓝色，这样的话，样品可以直接上样的。但是如果你加的溶液都是透明的，完成后还是需要加loading buffer。普通自己配的loading都是5X的，就按照样品：loading=4:1的比例混合就可以了。

两者都是DNA聚合酶,区别在于,pfu是高保真DNA聚合酶,即DNA合成时碱基错配率比taq酶低,一般情况,不太长的片段或序列准确度要求不是很严格的用taq酶,对于长片段或序列准确度要求高的用pfu酶.在实际使用中,往往鉴于pfu酶...

ROX Reference Dye,可用于需要Dye的Real Time PCR扩增仪,用于ABI、Stratagene等公司的Real Time PCR扩增仪上,用以校正孔与孔之间产生的荧光信号误差.并不是每次都会用到.一般有ROX Reference Dye和ROX Reference Dye II两种,针对不同的PCR仪.一般ABI PRISM 7000/7700/7900HT和7300 Real-Time PCR System使用ROX Reference Dye,而7500 Real-Time PCR System和7500 Fast Real-Time PCR System使用ROX Reference Dye II.其它牌子如Thermal Cycler Dice Real Time System、LightCycler 等Real Time PCR扩增仪时不必使用.

如图所示：普通的PCR大多数是定性实验，而实时荧光定量PCR则定量和定性都可以做。应用领域也不一样，普通PCR一般应用于基因组克隆、DNA测序、RNA反转录等，而实时荧光定量PCR一般应用于mRNA表达量分析、绝对定量、蛋白表达、SNP分析、阴阳性解析等领域。调度电力系统的电力和进行电力系统规划。电力系统的负荷涉及广大地区的各类用户，每个用户的用电情况很不相同，且事先无法确知在什么时间、什么地点、增加哪一类负荷。因此，电力系统的负荷变化带有随机性。扩展资料：实时荧光定量PCR是利用荧光信号的变化，实时检测PCR扩增反应中每次循环扩增产物量的变化，通过循环阈值和标准曲线的分析对标本中起始模板拷贝数进行定量分析。在实时荧光定量PCR进程中，每次循环进行一次荧光信号的收集，以荧光强度为纵轴，循环次数为横轴，所得到的曲线称为PCR扩增曲线。在前面十多次循环中，虽然目标产物呈指数增加，但其引发的荧光总强度未达到仪器的检测限，所以仪器检测到的荧光强度无变化，该时间段荧光强度的平均值称为基线。当荧光信号达到一定强度后，荧光强度的_加才能够如实地被检测仪器检测到。参考资料来源：百度百科-定量PCR

影响不大 如果严格点；引物的退火温度实际上是和浓度有关的，所以多加了相当于降低了退火温度，会产生非特异性扩增产物影响不大 如果严格点，引物的退火温度实际上是和浓度有关的，所以多加了相当于降低了退火温度，会产生非特异性扩增产物

这个具体得问厂家或经销商，他们会准确告诉你。。。有的需要，有的不需要，机子型号情况不一样

ROX是一种荧光染料。RTPCR“原理是:提取组织或细胞中的总RNA,以其中的mRNA作为模板,采用Oligo(dT)或随机引物利用逆转录酶反转录成cDNA。再以cDNA为模板进行PCR扩增,而获得目的基因或检测基因表达。”

Real-timePCR是在PCR扩增过程中，通过荧光信号，对PCR进程进行实时检测。由于在PCR扩增的指数时期，模板的Ct值和该模板的起始拷贝数存在线性关系，所以成为定量的依据。每个模板的Ct值与该模板的起始拷贝数的对数存在线性关系，公式如下。Ct=-1/lg(1+Ex)*lgX0+lgN/lg(1+Ex)所谓实时荧光定量PCR技术，是指在PCR反应体系中加入荧光基团，利用荧光信号积累实时监测整个PCR进程，最后通过标准曲线对未知模板进行定量分析的方法。检测方法1.SYBRGreenⅠ法:在PCR反应体系中，加入过量SYBR荧光染料，SYBR荧光染料特异性地掺入DNA双链后，发射荧光信号，而不掺入链中的SYBR染料分子不会发射任何荧光信号，从而保证荧光信号的增加与PCR产物的增加完全同步。SYBR定量PCR扩增荧光曲线图PCR产物熔解曲线图(单一峰图表明PCR扩增产物的单一性)2.TaqMan探针法:探针完整时，报告基团发射的荧光信号被淬灭基团吸收;PCR扩增时，Taq酶的5"-3"外切酶活性将探针酶切降解，使报告荧光基团和淬灭荧光基团分离，从而荧光监测系统可接收到荧光信号，即每扩增一条DNA链，就有一个荧光分子形成，实现了荧光信号的累积与PCR产物的形成完全同步。

高分辨率溶解曲线